Analytical strategies for the comprehensive profiling of histone post translational modifications by mass spectrometry and implications for functional analyses

Le long bio-polymère d'ADN est condensé à l’intérieur du noyau des cellules eukaryotes à l'aide de petites protéines appelées histones. En plus de leurs fonctions condensatrices,ces histones sont également la cible de nombreuses modifications post-traductionnelles(MPT), particulièrement au niveau de leur section N-terminale. Ces modifications réversibles font partie d’un code d’histones épi-génétique transmissible qui orchestre et module dynamiquement certains événements impliquant la chromatine, tels l’activation et la désactivation de gènes ainsi que la duplication et la réparation d’ADN. Ces modifications sont impliquées subséquemment dans la signalisation et la progression de cancers, tels que la leucémie. En conséquence, l'élucidation des modifications d’histones est importante pour comprendre leurs fonctions biologiques. Une méthodologie analytique a été mise au point en laboratoire pour isoler, détecter, et quantifier les MPT d’histones en utilisant une approche rapide à deux volets à l’aide d’outils bioinformatiques spécialisés. La méthodologie développée en laboratoire a été validée en utilisant des histones de souche sauvage ainsi que deux types d’histones mutants déficients en enzymes acétyltransferase. Des trois sources d’histones utilisées, la seule MPT qui a démontré un changement significatif est l’acétylation de l’histone H3 à lysine 56 (H3K56ac). L’expression et la stoechiométrie de cette MPT, issue de cellules de souche sauvage et de cellules mutantes, ont été déterminées avec précision et comparées. Les fonctions de balayage polyvalentes d'un instrument à trappe ionique quadrupôle linéaire hybride ont été utilisées pour améliorer la détection de protéines intactes. Le mode de balayage « enhanced multiply charged » (EMC) a été modifié pour contenir et détecter les ions de protéines intactes situées dans la trappe ionique linéaire. Ce mode de balayage nommé « targeted EMC » (tEMC) a permis de quadrupler le niveau de sensibilité (signal/interférence), et quintupler la résolution du mode de balayage conventionnel. De plus, la capacité de séparation des charges du tEMC a réduit de façon significative les effets de « space charge » dans la trappe ionique linéaire. La résolution supérieure du mode tEMC a permis de différencier plusieurs isoformes modifiées, particulièrement pour l’histone H3. L’analyse des peptides d’histones trypsiques à l’aide du mode de balayage « MRM » a permis le séquençage et la quantification de MPT avec un haut degré de précision. La seule MPT qui était sous-exprimée entre l’histone de souche sauvage et le mutant DOT1L fut la méthylation de l’histone H3 lysine 79(H3K79me1). Les effets de deux inhibiteurs d’enzymes HDAC (HDACi) sur l’expression de MPT d’histone ont été évalués en utilisant la méthodologie analytique mentionnée. Les histones extraites de cellules normales et cancéreuses ont été exposées à du Vorinostat(SAHA) ou du Entinostat (MS-275) pour une période de 24 à 72 heures. Deux histones furent principalement affectées, soit H3 et H4. Étonnamment, les mêmes effets n'ont pas été détectés lorsque les cellules normales ont été traitées avec le HDACi pour une période de 48 à 72 heures. Une méthode absolue de quantification avec une courbe d’étalonnage a été développée pour le peptide H3K56ac. Contrairement à certaines publications, nos résultats démontrent que cette MPT est présente dans les cellules mammifères avec une stoechiométrie très basse (< 0,1%) et n'est pas surexprimée de façon significative après le traitement au HDACi.

Study of histone H3 lysine 56 deacetylation in saccharomyces cerevisiae

Chez la levure Saccharomyces cerevisiae, l'acétylation de l'histone H3 sur la lysine 56 (H3K56ac) est présente sur les histones néo-synthétisées déposées derrière les fourches de réplication et est essentielle pour préserver la viabilité cellulaire en réponse au dommage à l'ADN. La désacétylation d'H3K56 sur l'ensemble du génome catalysée par Hst3 et Hst4 et a lieu en phase G2 ou M. H3K56ac est une lame à double tranchant. L'absence d'H3K56ac rend les cellules sensibles aux dommages à l'ADN. En revanche, un excès d'acétylation d'H3K56 dans un mutant hst3Δ hst4Δ a des conséquences encore plus sévères tels que la thermo-sensibilité, l'hypersensibilité aux agents génotoxiques, l'instabilité génomique ainsi qu'une courte durée de vie réplicative. Les désacétylases Hst3 et Hst4 sont étroitement régulées au cours du cycle cellulaire afin de permettre à l'H3K56ac d'exercer son rôle en réponse aux dommages à l'ADN tout en évitant les conséquences néfastes de l'hyperacétylation d'H3K56. Dans cette thèse, nous avons identifié la machinerie moléculaire responsable de la dégradation de Hst3. De plus, nous avons exploré les raisons pour lesquelles l'absence de désacétylation donne lieu aux phénotypes du mutant hst3Δ hst4Δ. Au chapitre 2, nous démontrons que la dégradation d'Hst3 peut être complétée avant l'anaphase. Ceci suggère que la désacétylation de H3K56 a lieu durant une courte fenêtre du cycle cellulaire se situant entre la complétion de la phase S et la métaphase. De plus, nous avons identifié deux sites de phosphorylation d'Hst3 par la kinase cycline-dépendante 1 (Cdk1) et démontré que ces évènements de phosphorylation conduisent à la dégradation d'Hst3 in vivo. Nous avons aussi démontré que l'ubiquityltransférase Cdc34 et l'ubiquitine ligase SCFCdc4 sont requises pour la dégradation d'Hst3. Finalement, nous avons montré que la phosphorylation d'Hst3 par la kinase mitotique Clb2-Cdk1 peut directement entraîner l'ubiquitylation d'Hst3 par SCFCdc4 in vitro. Au chapitre 3, nous avons étudié les mécanismes moléculaires sous-jacents à la sensibilité extrême du mutant hst3Δ hst4Δ aux agents qui endommagent l'ADN. Nous avons établi qu'en raison de la présence anormale d'H3K56ac devant les fourches de réplication, le mutant hst3Δ hst4Δ exhibe une forte perte de viabilité lorsqu'exposé au méthyl méthanesulfonate (MMS) durant un seul passage à travers la phase S. Nous avons aussi découvert que, malgré le fait que le point de contrôle de réponse aux dommages à l'ADN est activé normalement dans le mutant hst3Δ hst4Δ, ce mutant est incapable de compléter la réplication de l'ADN et d'inactiver le point de contrôle pour une longue période de temps après exposition transitoire au MMS. L'ensemble de nos résultats suggère que les lésions à l'ADN induites par le MMS dans le mutant hst3Δ hst4Δ causent une forte perte de viabilité parce que ce mutant est incapable de compléter la réplication de l'ADN après une exposition transitoire au MMS. Dans la deuxième section du chapitre 3, nous avons employé une approche génétique afin d'identifier de nouveaux mécanismes de suppression de deux phénotypes prononcés du mutant hst3Δ hst4Δ. Nous avons découvert que la délétion de plusieurs gènes impliqués dans la formation de frontières entre l'hétérochromatine et de l'euchromatine atténue les phénotypes du mutant hst3Δ hst4Δ sans réduire l'hyperacétylation d'H3K56. Nos résultats indiquent aussi que l'abondante acétylation de l'histone H4 sur la lysine 16 (H4K16ac) est néfaste au mutant hst3Δ hst4Δ. Ce résultat suggère un lien génétique intriguant entre l'acétylation d'H3K56 et celle d'H4K16. L'existence de ce lien était jusqu'à présent inconnu. Nous avons identifié un groupe de suppresseurs spontanés où H3K56ac est indétectable, mais la majorité de nos suppresseurs ne montrent aucune réduction flagrante d'H3K56ac ou d'H4 K16ac par rapport aux niveaux observés dans le mutant hst3Δ hst4Δ. Une étude plus approfondie de ce groupe de suppresseurs est susceptible de mener à la découverte de nouveaux mécanismes génétiques ou épigénétiques permettant d'éviter les conséquences catastrophiques de l'hyperacétylation d'H3K56 chez le mutant hst3Δ hst4Δ. En résumé, cette thèse identifie la machinerie moléculaire responsable de la dégradation d'Hst3 (une désacétylase d'H3K56) durant une fenêtre de temps situées entre la fin de la phase S et la métaphase. Nos résultats permettent aussi d'expliquer pourquoi la dégradation d'Hst3 précède le début de la phase S durant laquelle l'acétylation d'H3K56 s'accumule derrière les fourches de réplication afin d'exercer son rôle de mécanisme de défense contre le dommage à l'ADN. De plus, nous avons identifié plusieurs suppresseurs qui permettent de contourner le rôle important d'Hst3 et Hst4 en réponse au dommage à l'ADN. Plusieurs suppresseurs révèlent un lien génétique inattendu entre deux formes abondantes d'acétylation des histones chez Saccharomyces cerevisiae, soit H3K56ac et H4K16ac.

Homéostasie des histones en réponse au dommage à l’ADN et étude d’inhibiteurs de désacétylases d’importance clinique

La chromatine possède une plasticité complexe et essentielle pour répondre à différents mécanismes cellulaires fondamentaux tels la réplication, la transcription et la réparation de l’ADN. Les histones sont les constituants essentiels de la formation des nucléosomes qui assurent le bon fonctionnement cellulaire d’où l’intérêt de cette thèse d’y porter une attention particulière. Un dysfonctionnement de la chromatine est souvent associé à l’émergence du cancer. Le chapitre II de cette thèse focalise sur la répression transcriptionnelle des gènes d’histones par le complexe HIR (HIstone gene Repressor) en réponse au dommage à l'ADN chez Saccharomyces cerevisiae. Lors de dommage à l’ADN en début de phase S, les kinases du point de contrôle Mec1, Tel1 et Rad53 s’assurent de bloquer les origines tardives de réplication pour limiter le nombre de collisions potentiellement mutagéniques ou cytotoxiques entre les ADN polymérases et les lésions persistantes dans l'ADN. Lorsque la synthèse totale d’ADN est soudainement ralentie par le point de contrôle, l’accumulation d'un excès d'histones nouvellement synthétisées est néfaste pour les cellules car les histones libres se lient de manière non-spécifique aux acides nucléiques. L'un des mécanismes mis en place afin de minimiser la quantité d’histones libres consiste à réprimer la transcription des gènes d'histones lors d'une chute rapide de la synthèse d'ADN, mais les bases moléculaires de ce mécanisme étaient très mal connues. Notre étude sur la répression des gènes d’histones en réponse aux agents génotoxiques nous a permis d’identifier que les kinases du point de contrôle jouent un rôle dans la répression des gènes d’histones. Avant le début de mon projet, il était déjà connu que le complexe HIR est requis pour la répression des gènes d’histones en phase G1, G2/M et lors de dommage à l’ADN en phase S. Par contre, la régulation du complexe HIR en réponse au dommage à l'ADN n'était pas connue. Nous avons démontré par des essais de spectrométrie de masse (SM) que Rad53 régule le complexe HIR en phosphorylant directement une de ses sous-unités, Hpc2, à de multiples résidus in vivo et in vitro. La phosphorylation d’Hpc2 est essentielle pour le recrutement aux promoteurs de gènes d’histones du complexe RSC (Remodels the Structure of Chromatin) dont la présence sur les promoteurs des gènes d'histones corrèle avec leur répression. De plus, nous avons mis à jour un nouveau mécanisme de régulation du complexe HIR durant la progression normale à travers le cycle cellulaire ainsi qu'en réponse aux agents génotoxiques. En effet, durant le cycle cellulaire normal, la protéine Hpc2 est très instable durant la transition G1/S afin de permettre la transcription des gènes d’histones et la production d'un pool d'histones néo-synthétisées juste avant l'initiation de la réplication de l’ADN. Toutefois, Hpc2 n'est instable que pour une brève période de temps durant la phase S. Ces résultats suggèrent qu'Hpc2 est une protéine clef pour la régulation de l'activité du complexe HIR et la répression des gènes d’histones lors du cycle cellulaire normal ainsi qu'en réponse au dommage à l’ADN. Dans le but de poursuivre notre étude sur la régulation des histones, le chapitre III de ma thèse concerne l’analyse globale de l’acétylation des histones induite par les inhibiteurs d’histone désacétylases (HDACi) dans les cellules normales et cancéreuses. Les histones désacétylases (HDACs) sont les enzymes qui enlèvent l’acétylation sur les lysines des histones. Dans plusieurs types de cancers, les HDACs contribuent à l’oncogenèse par leur fusion aberrante avec des complexes protéiques oncogéniques. Les perturbations causées mènent souvent à un état silencieux anormal des suppresseurs de tumeurs. Les HDACs sont donc une cible de choix dans le traitement des cancers engendrés par ces protéines de fusion. Notre étude de l’effet sur l’acétylation des histones de deux inhibiteurs d'HDACs de relevance clinique, le vorinostat (SAHA) et l’entinostat (MS-275), a permis de démontrer une augmentation élevée de l’acétylation globale des histones H3 et H4, contrairement à H2A et H2B, et ce, autant chez les cellules normales que cancéreuses. Notre quantification en SM de l'acétylation des histones a révélé de façon inattendue que la stœchiométrie d'acétylation sur la lysine 56 de l’histone H3 (H3K56Ac) est de seulement 0,03% et, de manière surprenante, cette stœchiométrie n'augmente pas dans des cellules traitées avec différents HDACi. Plusieurs études de H3K56Ac chez l’humain présentes dans la littérature ont rapporté des résultats irréconciliables. Qui plus est, H3K56Ac était considéré comme un biomarqueur potentiel dans le diagnostic et pronostic de plusieurs types de cancers. C’est pourquoi nous avons porté notre attention sur la spécificité des anticorps utilisés et avons déterminé qu’une grande majorité d’anticorps utilisés dans la littérature reconnaissent d’autres sites d'acétylation de l’histone H3, notamment H3K9Ac dont la stœchiométrie d'acétylation in vivo est beaucoup plus élevée que celle d'H3K56Ac. De plus, le chapitre IV fait suite à notre étude sur l’acétylation des histones et consiste en un rapport spécial de recherche décrivant la fonction de H3K56Ac chez la levure et l’homme et comporte également une évaluation d’un anticorps supposément spécifique d'H3K56Ac en tant qu'outil diagnostic du cancer chez l’humain.