Analytical strategies for the comprehensive profiling of histone post translational modifications by mass spectrometry and implications for functional analyses

Le long bio-polymère d'ADN est condensé à l’intérieur du noyau des cellules eukaryotes à l'aide de petites protéines appelées histones. En plus de leurs fonctions condensatrices,ces histones sont également la cible de nombreuses modifications post-traductionnelles(MPT), particulièrement au niveau de leur section N-terminale. Ces modifications réversibles font partie d’un code d’histones épi-génétique transmissible qui orchestre et module dynamiquement certains événements impliquant la chromatine, tels l’activation et la désactivation de gènes ainsi que la duplication et la réparation d’ADN. Ces modifications sont impliquées subséquemment dans la signalisation et la progression de cancers, tels que la leucémie. En conséquence, l'élucidation des modifications d’histones est importante pour comprendre leurs fonctions biologiques. Une méthodologie analytique a été mise au point en laboratoire pour isoler, détecter, et quantifier les MPT d’histones en utilisant une approche rapide à deux volets à l’aide d’outils bioinformatiques spécialisés. La méthodologie développée en laboratoire a été validée en utilisant des histones de souche sauvage ainsi que deux types d’histones mutants déficients en enzymes acétyltransferase. Des trois sources d’histones utilisées, la seule MPT qui a démontré un changement significatif est l’acétylation de l’histone H3 à lysine 56 (H3K56ac). L’expression et la stoechiométrie de cette MPT, issue de cellules de souche sauvage et de cellules mutantes, ont été déterminées avec précision et comparées. Les fonctions de balayage polyvalentes d'un instrument à trappe ionique quadrupôle linéaire hybride ont été utilisées pour améliorer la détection de protéines intactes. Le mode de balayage « enhanced multiply charged » (EMC) a été modifié pour contenir et détecter les ions de protéines intactes situées dans la trappe ionique linéaire. Ce mode de balayage nommé « targeted EMC » (tEMC) a permis de quadrupler le niveau de sensibilité (signal/interférence), et quintupler la résolution du mode de balayage conventionnel. De plus, la capacité de séparation des charges du tEMC a réduit de façon significative les effets de « space charge » dans la trappe ionique linéaire. La résolution supérieure du mode tEMC a permis de différencier plusieurs isoformes modifiées, particulièrement pour l’histone H3. L’analyse des peptides d’histones trypsiques à l’aide du mode de balayage « MRM » a permis le séquençage et la quantification de MPT avec un haut degré de précision. La seule MPT qui était sous-exprimée entre l’histone de souche sauvage et le mutant DOT1L fut la méthylation de l’histone H3 lysine 79(H3K79me1). Les effets de deux inhibiteurs d’enzymes HDAC (HDACi) sur l’expression de MPT d’histone ont été évalués en utilisant la méthodologie analytique mentionnée. Les histones extraites de cellules normales et cancéreuses ont été exposées à du Vorinostat(SAHA) ou du Entinostat (MS-275) pour une période de 24 à 72 heures. Deux histones furent principalement affectées, soit H3 et H4. Étonnamment, les mêmes effets n'ont pas été détectés lorsque les cellules normales ont été traitées avec le HDACi pour une période de 48 à 72 heures. Une méthode absolue de quantification avec une courbe d’étalonnage a été développée pour le peptide H3K56ac. Contrairement à certaines publications, nos résultats démontrent que cette MPT est présente dans les cellules mammifères avec une stoechiométrie très basse (< 0,1%) et n'est pas surexprimée de façon significative après le traitement au HDACi.

In eukaryotic cells, the lengthy DNA biopolymer is condensed into the cell nucleus with the aid of small packaging proteins called histones. In addition to their packing functions,histones are also targets of numerous post translational modifications (PTMs), especially on their N-terminus. These reversible modifications are believed to be constituents of a heritable epigenetic “histone code” that dynamically orchestrate and modulate chromatin based events such as gene activation and silencing, DNA replication and repair, and are also involved in the downstream signaling and progression of cancers, such as leukemia. Thus, the elucidation of histone PTMs is important in understanding their biological function. An analytical workflow was designed and set-up in the laboratory to isolate, detect, and quantitate histone PTM, using a two-pronged, unbiased, and rapid approach with specialized bioinformatic tools. The workflow was validated using histones from wildtype, and 2 mutants deficient in acetyltransferase activity. Between the three histone sources, the only PTM that demonstrated any change was acetylation at histone H3 lysine 56 (H3K56ac). The down-regulation and stoichiometry of this PTM was accurately assessed between wild-type and mutant cells. The versatile scan functions of a hybrid quadrupole-linear ion trap instrument were exploited to enhance the detection of intact histone proteins. The enhanced multiply charged (EMC) scan was modified in order to contain and detect intact protein ions within the linear ion trap. This targeted EMC (or tEMC) resulted in not only a 4-fold increase in signal-to-noise, but also a 5-fold increase in resolution. Furthermore, the charge separation capability of the tEMC dramatically reduced space charge effects within the linear ion trap. The superior resolution of the tEMC mode allowed for the discimination of many modified histone isoforms, especially for histone H3. Using the bottom-up strategy with multiple reaction monitoring (MRM), histone peptides were quantified and sequenced with a high degree of precision. The only PTM that was down-regulated between wild-type and DOT1L mutant histones was methylation at histone H3 lysine 79 (H3K79me1). The effects of two clinically relevant small molecule HDAC inhibitors (HDACi) on histone PTMs patterns were assessed using the analytical workflow developed. Histones derived from both normal and cancer cells were exposed to either Vorinostat (SAHA) or Entinostat (MS-275) over a 24- to 72 hour period. The two core histones primarily affected were H3 and H4. Surprisingly, the same effects were not observed when normal cells were treated with three doses of SAHA at 24-hour intervals over a 72-hour period. An absolute quantitation method using a calibration curve was developed for H3K56ac. In opposition to other published literature, our findings demonstrate that this PTM is present in very low stoichiometry (< 0.1%) in mammalian cells, and exhibits no significant up-regulation in different cell lines treated with several types of HDACi.