Study of histone H3 lysine 56 deacetylation in saccharomyces cerevisiae

Chez la levure Saccharomyces cerevisiae, l'acétylation de l'histone H3 sur la lysine 56 (H3K56ac) est présente sur les histones néo-synthétisées déposées derrière les fourches de réplication et est essentielle pour préserver la viabilité cellulaire en réponse au dommage à l'ADN. La désacétylation d'H3K56 sur l'ensemble du génome catalysée par Hst3 et Hst4 et a lieu en phase G2 ou M. H3K56ac est une lame à double tranchant. L'absence d'H3K56ac rend les cellules sensibles aux dommages à l'ADN. En revanche, un excès d'acétylation d'H3K56 dans un mutant hst3Δ hst4Δ a des conséquences encore plus sévères tels que la thermo-sensibilité, l'hypersensibilité aux agents génotoxiques, l'instabilité génomique ainsi qu'une courte durée de vie réplicative. Les désacétylases Hst3 et Hst4 sont étroitement régulées au cours du cycle cellulaire afin de permettre à l'H3K56ac d'exercer son rôle en réponse aux dommages à l'ADN tout en évitant les conséquences néfastes de l'hyperacétylation d'H3K56. Dans cette thèse, nous avons identifié la machinerie moléculaire responsable de la dégradation de Hst3. De plus, nous avons exploré les raisons pour lesquelles l'absence de désacétylation donne lieu aux phénotypes du mutant hst3Δ hst4Δ. Au chapitre 2, nous démontrons que la dégradation d'Hst3 peut être complétée avant l'anaphase. Ceci suggère que la désacétylation de H3K56 a lieu durant une courte fenêtre du cycle cellulaire se situant entre la complétion de la phase S et la métaphase. De plus, nous avons identifié deux sites de phosphorylation d'Hst3 par la kinase cycline-dépendante 1 (Cdk1) et démontré que ces évènements de phosphorylation conduisent à la dégradation d'Hst3 in vivo. Nous avons aussi démontré que l'ubiquityltransférase Cdc34 et l'ubiquitine ligase SCFCdc4 sont requises pour la dégradation d'Hst3. Finalement, nous avons montré que la phosphorylation d'Hst3 par la kinase mitotique Clb2-Cdk1 peut directement entraîner l'ubiquitylation d'Hst3 par SCFCdc4 in vitro. Au chapitre 3, nous avons étudié les mécanismes moléculaires sous-jacents à la sensibilité extrême du mutant hst3Δ hst4Δ aux agents qui endommagent l'ADN. Nous avons établi qu'en raison de la présence anormale d'H3K56ac devant les fourches de réplication, le mutant hst3Δ hst4Δ exhibe une forte perte de viabilité lorsqu'exposé au méthyl méthanesulfonate (MMS) durant un seul passage à travers la phase S. Nous avons aussi découvert que, malgré le fait que le point de contrôle de réponse aux dommages à l'ADN est activé normalement dans le mutant hst3Δ hst4Δ, ce mutant est incapable de compléter la réplication de l'ADN et d'inactiver le point de contrôle pour une longue période de temps après exposition transitoire au MMS. L'ensemble de nos résultats suggère que les lésions à l'ADN induites par le MMS dans le mutant hst3Δ hst4Δ causent une forte perte de viabilité parce que ce mutant est incapable de compléter la réplication de l'ADN après une exposition transitoire au MMS. Dans la deuxième section du chapitre 3, nous avons employé une approche génétique afin d'identifier de nouveaux mécanismes de suppression de deux phénotypes prononcés du mutant hst3Δ hst4Δ. Nous avons découvert que la délétion de plusieurs gènes impliqués dans la formation de frontières entre l'hétérochromatine et de l'euchromatine atténue les phénotypes du mutant hst3Δ hst4Δ sans réduire l'hyperacétylation d'H3K56. Nos résultats indiquent aussi que l'abondante acétylation de l'histone H4 sur la lysine 16 (H4K16ac) est néfaste au mutant hst3Δ hst4Δ. Ce résultat suggère un lien génétique intriguant entre l'acétylation d'H3K56 et celle d'H4K16. L'existence de ce lien était jusqu'à présent inconnu. Nous avons identifié un groupe de suppresseurs spontanés où H3K56ac est indétectable, mais la majorité de nos suppresseurs ne montrent aucune réduction flagrante d'H3K56ac ou d'H4 K16ac par rapport aux niveaux observés dans le mutant hst3Δ hst4Δ. Une étude plus approfondie de ce groupe de suppresseurs est susceptible de mener à la découverte de nouveaux mécanismes génétiques ou épigénétiques permettant d'éviter les conséquences catastrophiques de l'hyperacétylation d'H3K56 chez le mutant hst3Δ hst4Δ. En résumé, cette thèse identifie la machinerie moléculaire responsable de la dégradation d'Hst3 (une désacétylase d'H3K56) durant une fenêtre de temps situées entre la fin de la phase S et la métaphase. Nos résultats permettent aussi d'expliquer pourquoi la dégradation d'Hst3 précède le début de la phase S durant laquelle l'acétylation d'H3K56 s'accumule derrière les fourches de réplication afin d'exercer son rôle de mécanisme de défense contre le dommage à l'ADN. De plus, nous avons identifié plusieurs suppresseurs qui permettent de contourner le rôle important d'Hst3 et Hst4 en réponse au dommage à l'ADN. Plusieurs suppresseurs révèlent un lien génétique inattendu entre deux formes abondantes d'acétylation des histones chez Saccharomyces cerevisiae, soit H3K56ac et H4K16ac.

In Saccharomyces cerevisiae, histone H3 lysine 56 acetylation (H3K56ac) is found in new histones deposited behind DNA replication forks and is needed for DNA damage survival. Genome-wide removal of H3K56ac by the deacetylases Hst3 and Hst4 occurs during G2 and/or M phase. H3K56ac is a double-edged sword. Lack of H3K56ac results in DNA damage sensitivity. In contrast, overabundance of H3K56ac in hst3Δ hst4Δ mutants gives rise to even more severe and wide-ranging phenotypes, namely thermosensitivity, genotoxic agent hypersensitivity, genome instability and short replicative lifespan. The deacetylases Hst3 and Hst4 are tightly controlled during the cell cycle such that H3K56ac can contribute to the DNA damage response during each passage through S phase, while avoiding abnormal conditions where H3K56 remains hyperacetylated. In this thesis, we identified the molecular machinery that promotes Hst3 degradation. Moreover, we explored why failure to deacetylate H3K56 gives rise to the phenotypes of hst3Δ hst4Δ cells. In chapter 2, we showed that degradation of Hst3 can be completed prior to anaphase. This suggests that removal of H3K56ac occurs during a short time window between completion of S phase and metaphase. In addition, we found that Hst3 is phosphorylated at two cyclin-dependent kinase 1 (Cdk1) sites and demonstrated that these phosphorylation events promote degradation of Hst3 in vivo. Moreover, we demonstrated that the ubiquitin-conjugating enzyme Cdc34 and the SCFCdc4 ubiquitin ligase are required for degradation of Hst3. Lastly, we showed that phosphorylation of Hst3 by the mitotic kinase Clb2-Cdk1 can directly drive its ubiquitylation by SCFCdc4 in vitro. In chapter 3, we investigated the molecular mechanisms that underlie the severe sensitivity of hst3Δ hst4Δ cells to DNA damaging agents. We established that the aberrant presence of H3K56ac in front of DNA replication forks causes hst3Δ hst4Δ cells to lose viability after a single passage through S phase in the presence of methyl methanesulfonate (MMS). We also found that, although hst3Δ hst4Δ cells show normal activation of the DNA damage checkpoint, these mutants fail to complete DNA replication and inactivate the checkpoint long after MMS removal. Collectively, our results suggest that MMS-induced DNA lesions cause a severe loss of viability in hst3Δ hst4Δ cells because the mutant cells fail to complete DNA replication after MMS removal. In the second part of chapter 3, we employed a genetic approach to identify novel mechanisms for suppression of two pronounced phenotypes of hst3Δ hst4Δ mutants. We found that deletion of several genes involved in creating boundaries between heterochromatic and euchromatic regions alleviates the phenotypes of hst3Δ hst4Δ mutants without reducing H3K56 hyperacetylation. Our results also indicate that the highly abundant histone H4 lysine 16 acetylation (H4K16ac) is deleterious to hst3Δ hst4Δ mutants, suggesting an intriguing and hitherto undiscovered genetic link between H3K56ac and H4K16ac. We identified a group of spontaneous suppressors that exhibited undetectable levels of H3K56ac, but the majority did not show obvious decreases in H3K56ac or H4K16ac compared to the levels observed in hst3Δ hst4Δ cells. Further characterization of these suppressors might unravel additional genetic or epigenetic mechanisms that circumvent the catastrophic consequences of H3K56 hyperacetylation in hst3Δ hst4Δ cells. In summary, this thesis describes the molecular machinery that triggers destruction of the main H3K56 deacetylase Hst3 during a period of time delineated by the end of S phase and metaphase. Our findings also explain why degradation of Hst3 always precedes the onset of S phase when H3K56ac needs to accumulate behind DNA replication forks in order to act as defense mechanism against DNA damage. In addition, we uncover several novel suppressors that bypass the role of Hst3 and Hst4 in DNA damage resistance. Several suppressors reveal an unexpected genetic link between two abundant forms of histone acetylation, namely H3K56ac and H4K16ac.