Transformation von Osteospermum ecklonis mit Konstrukten zur Induktion von Virusresistenz und Blühverfrühung

Für die Etablierung einer Transformationsmethode züchterisch relevanter Sorten von Osteospermum ecklonis (Kapmargerite) wurde zunächst ein geeignetes Protokoll für die Regeneration adventiver Sprosse aus vegetativem Gewebe entwickelt. Anschließend wurden Transformationen von Markergenen durch Kokultur mit Agrobacterium tumefaciens durchgeführt. Hierzu wurden Konstrukte verwendet, die das Gen für ß-D-Glucuronidase (GUS) enthielten und deren Expression in transgenen Pflanzen histochemisch nachgewiesen werden konnte. Kanamycinresistenz erwies sich als geeigneter Selektionsmarker für die Transformation. Es konnten von verschiedenen O. ecklonis Sorten GUS-transgene, nicht-chimäre Pflanzen regeneriert werden.Zur Erzeugung transgener Pflanzen mit dem Ziel der Resistenz gegen LMV (lettuce mosaic potyvirus, Salat Mosaik Virus) wurden drei Konstrukte verwendet. Das erste enthält die kodierende Sequenz der Virusproteine VPg, Pro und 6K2. Durch PCR-Mutation wurde die Proteinase-Schnittstelle zwischen 6K2 und VPg zerstört, sowie Start- und Stopcodon eingeführt. Die anderen LMV-abgeleiteten Konstrukte enthalten nicht translatierbare Fragmente des coat protein Gens in sense und antisense Orientierung.Außerdem wurde O. ecklonis noch mit dem Gen des mutmaßlichen Transkriptionsfaktor SPL3 aus Arabidopsis thaliana unter der Kontrolle eines konstitutiven Promotors transformiert. SPL3 ist an der Regulierung der Blüteninduktion in A. thaliana beteiligt.Regenerierte O. ecklonis wurden durch PCR mit konstruktspezifischen Primern auf Anwesenheit des Transgens und Kontamination durch A. tumefaciens überprüft.

Etablierung von Expressionsystemen für Gene der Indolalkaloid-Biosynthese unter besonderer Berücksichtigung von Cytochrom P450-Enzymen

Etablierung von Expressionsystemen für Gene der Indolalkaloid-Biosynthese unter besonderer Berücksichtigung von Cytochrom P450-Enzymen In der vorliegenden Arbeit wurden Enzyme aus der Arzneipflanze Rauvolfia serpentina bearbeitet. Es wurde versucht, das an der Biosynthese des Alkaloids Ajmalin beteiligte Cytochrom P450-Enzym Vinorin-Hydroxylase heterolog und funktionell zu exprimieren. Ein zunächst unvollständiger, unbekannter Cytochrom P450-Klon konnte komplettiert und eindeutig mittels heterologer Expression in sf9-Insektenzellen als Cinnamoyl-Hydroxylase identifiziert werden. Die Tauglichkeit des Insektenzellsystems für die Untersuchung der Vinorin-Hydroxylase ist auf Grund der deacetylierenden Wirkung der Insektenzellen auf das Substrat Vinorin nicht gegeben. Im Rahmen des Homology Cloning Projektes konnten mehrere Volllängenklone und diverse Teilsequenzen von neuen Cytochrom P450-Klonen ermittelt werden. Ausserdem wurde durch das unspezifische Binden eines degenerierten Primers ein zusätzlicher Klon gefunden, der der Gruppe der löslichen Reduktasen zugeordnet werden konnte. Diese putative Reduktase wurde auf die Aktivität von mehreren Schlüsselenzymen der Ajmalin-Biosynthese durch heterologe Expression in E.coli und anschliessende HPLC-gestützte Aktivitätstests ohne Erfolg geprüft. Bedingt durch die Untauglichkeit des Insektenzellsystems für die Identifizierung der Vinorin-Hydroxylase, wurde ein neuartiges Modul-gestütztes, pflanzliches Expressionsystem etabliert, um vorhandene P450-Volllängenklone auf Vinorin- Hydroxylaseaktivität testen zu können. Die Funktionalität des Systems konnte durch die heterologe Expression der Polyneuridinaldehyd Esterase bestätigt werden. Trotzdem war es bis jetzt nicht möglich, die Cinnamoyl-Hydroxylase als Kontrollenzym für das pflanzliche System oder aber die gesuchte Vinorin- Hydroxylase in aktiver Form zu exprimieren.

Optimierung von Transformationsprotokollen und Entwicklung von SSR-Markern für das Kolumnarwachstum beim Apfel

Ziel war es, molekularbiologische Untersuchungen zum Kolumnarwachstum des Apfels durchzuführen. Anhand Sequenzdaten des ‘Golden Delicious’ Genoms (Velasco et al. 2010) wurden drei neue SSR Marker entwickelt. Sie konnten bei untersuchten Geisenheimer Nachkommenschaften zuverlässig den Kolumnarwuchs auf DNA-Ebene detektieren. Zusätzlich wurden von Bai et al. (2012) veröffentlichte Marker untersucht. Die von Bai et al. (2012) gefundenen Grenzen des co-Lokus konnten in dieser Arbeit anhand der Geisenheimer Nachkommenschaften nicht bestätigt werden. Die „linke“ Begrenzung der co-Region wird nach Untersuchungen dieser Arbeit am ehesten von dem Marker Mdo.chr10.11 (Moriya et al. 2012) bei 18,757 Mbp definiert. Die „rechte“ Begrenzung der co-Region wird vermutlich von den Markern Co04R13 (Baldi et al. 2012) und C1753-3520 (Bai et al. 2012) bei 18,905 Mbp definiert, wodurch die potentielle co-Region auf 148 kb auf Chromosom 10 eingegrenzt werden könnte. Für Funktionsanalysen möglicher Kandidatengene des co-Gens wurde ein Agrobakterien-vermitteltes Transformationssystem für die Geisenheimer Apfelselektionen ‘A 14’ und ‘Procats 28’ adaptiert. Zusätzlich wurde der bereits in der Literatur als transformierbar beschriebene Genotyp ‘Jonagold’ (Viss et al. 2003) transformiert. Bei Transformationen der Apfelselektion ‘A 14’ gelang es, transgene Zellen an den Explantaten, am Kallusgewebe und an den Regeneraten zu erzeugen. Bei Transformationen von ‘Jonagold’ wurde ein fast vollständig transgenes Regenerat erzeugt.

Etablierung transgener BY-2-Zelllinien zur In-vivo-Lokalisierung pflanzlicher Cytoskelettproteine

Bei den Pflanzen sind viele Fragen bezüglich der Organisation und Regulation des bei der Zellteilung und differenzierung wichtigen Auf-, Ab- und Umbaus des Mikrotubuli-Netzwerkes noch immer offen, insbesondere was die Rolle des γ-Tubulins betrifft. Ziel der vorliegenden Arbeit war die Etablierung von BY-2 Modell-Zelllinien (Nicotiana), die verschiedene mit fluoreszierenden Proteinen (FP) markierte Elemente des Cytoskeletts exprimieren, um eine fluoreszenzmikroskopische Detektion in vivo zu ermöglichen.rnAls Grundlage für alle weiteren Versuche wurde eine zuverlässige Methode zur A. tumefaciens vermittelten stabilen Transfektion von BY-2 Zellen erarbeitet. Für die Expression von FP-markierten Cytoskelettproteinen, wurden entsprechende Fusionskonstrukte kloniert und via A. tumefaciens in BY-2 Zellen transferiert. So gelang zunächst die Herstellung transgener Zelllinien, die GFP-markiertes α- bzw. γ-Tubulin exprimierten. Diese sollten später als Basis für die Untersuchung des dynamischen Mikrotubuli-Netzwerkes bzw. dessen Regulation dienen. In beiden Zelllinien standen die Konstrukte zunächst unter Kontrolle eines doppelten 35S-Promotors, was zu einer starken, konstitutiven Expression der Transgene führte. Fluoreszenzmikroskopisch konnten Strukturen, an deren Aufbau Mikrotubuli beteiligt sind, detektiert werden. Aufgrund einer starken Hintergrundfluoreszenz, vermutlich bedingt durch die konstitutive Überexpression, war die Darstellung feinerer Bereiche, wie sie im Cytoskelett häufig auftreten, jedoch äußerst schwierig. Deshalb wurde eine schwächere bzw. adäquate Expressionsrate angestrebt. rnPhysiologische Expressionsraten sollten vor allem durch den endogenen γ-Tubulin-Promotor ermöglicht werden. Da die entsprechende Sequenz noch unbekannt war, wurde sie zunächst bestimmt und in ein passendes Konstrukt integriert. Fluoreszenzmikroskopische Untersuchungen der resultierenden Zelllinie ließen auf eine stark reduzierte Expressionsrate schließen. Tatsächlich war die Detektion von Cytoskelettstrukturen, wenn überhaupt, erst bei deutlich längeren Belichtungszeiten möglich. Bedingt durch die langen Belichtungszeiten wurde die Dokumentation durch eine latente pflanzentypische Autofluoreszenz der Zellen erschwert. Auch wenn hier keine detailreicheren Aufnahmen der Cytoskelettstrukturen möglich waren, ist die Zellkultur für weiterführende Untersuchungen, z.B. in Studien bezüglich des zeitlichen Expressionsmusters des γ-Tubulins, potentiell geeignet. Der Einsatz eines sensibleren Mikroskopsystems ist allerdings erforderlich. rnUm klären zu können, inwieweit γ-Tubulin mit den Mikrotubuli co-lokalisiert, wurden Zelllinien benötigt, bei denen die entsprechenden Elemente unterschiedlich markiert waren. Zu diesem Zweck wurde der Einsatz von RFP-markiertem Tubulin getestet. Eine deutliche Überexpression von RFP alleine war möglich. Trotz mehrfacher Wiederholung der Versuche war aber keine Expression von RFP-markiertem α-Tubulin in BY-2 Zellen zur Visualisierung der Mikrotubuli detektierbar. Die DNA-Sequenzen waren im Genom nachweisbar, eine Transkription jedoch nicht. Möglicherweise spielten hier gene silencing Effekte eine Rolle. Das verwendete RFP (TagRFP) und GFP stammten aus unterschiedlichen Organismen, aus einer Seeanemone bzw. einer Qualle. Eine Lösung könnte der Austausch des TagRFP durch ein Quallen-Derivat, das in einer von grün unterscheidbaren Farbe fluoresziert, bringen. Da bereits BY-2 Zelllinien vorliegen, die GFP-markiertes α- bzw. γ-Tubulin exprimieren, sollte es, nach Klonieren eines entsprechenden Konstruktes, zeitnah möglich sein, eine doppelt transfizierte Zelllinie herzustellen.