Les R-loops et leurs conséquences sur l'expression génique chez Escherichia coli.

Des variations importantes du surenroulement de l’ADN peuvent être générées durant la phase d’élongation de la transcription selon le modèle du « twin supercoiled domain ». Selon ce modèle, le déplacement du complexe de transcription génère du surenroulement positif à l’avant, et du surenroulement négatif à l’arrière de l’ARN polymérase. Le rôle essentiel de la topoisomérase I chez Escherichia coli est de prévenir l’accumulation de ce surenroulement négatif générée durant la transcription. En absence de topoisomérase I, l’accumulation de ce surenroulement négatif favorise la formation de R-loops qui ont pour conséquence d’inhiber la croissance bactérienne. Les R-loops sont des hybrides ARN-ADN qui se forment entre l’ARN nouvellement synthétisé et le simple brin d’ADN complémentaire. Dans les cellules déficientes en topoisomérase I, des mutations compensatoires s’accumulent dans les gènes qui codent pour la gyrase, réduisant le niveau de surenroulement négatif du chromosome et favorisant la croissance. Une des ces mutations est une gyrase thermosensible qui s’exprime à 37 °C. La RNase HI, une enzyme qui dégrade la partie ARN d’un R-loop, peut aussi restaurer la croissance en absence de topoisomérase I lorsqu’elle est produite en très grande quantité par rapport à sa concentration physiologique. En présence de topoisomérase I, des R-loops peuvent aussi se former lorsque la RNase HI est inactive. Dans ces souches mutantes, les R-loops induisent la réponse SOS et la réplication constitutive de l’ADN (cSDR). Dans notre étude, nous montrons comment les R-loops formés en absence de topoisomérase I ou RNase HI peuvent affecter négativement la croissance des cellules. Lorsque la topoisomérase I est inactivée, l’accumulation d’hypersurenroulement négatif conduit à la formation de nombreux R-loops, ce qui déclenche la dégradation de l’ARN synthétisé. Issus de la dégradation de l’ARNm de pleine longueur, des ARNm incomplets et traductibles s’accumulent et causent l’inhibition de la synthèse protéique et de la croissance. Le processus par lequel l’ARN est dégradé n’est pas encore complètement élucidé, mais nos résultats soutiennent fortement que la RNase HI présente en concentration physiologique est responsable de ce phénotype. Chose importante, la RNase E qui est l’endoribonuclease majeure de la cellule n’est pas impliquée dans ce processus, et la dégradation de l’ARN survient avant son action. Nous montrons aussi qu’une corrélation parfaite existe entre la concentration de RNase HI, l’accumulation d’hypersurenroulement négatif et l’inhibition de la croissance bactérienne. Lorsque la RNase HI est en excès, l’accumulation de surenroulement négatif est inhibée et la croissance n’est pas affectée. L’inverse se produit Lorsque la RNase HI est en concentration physiologique. En limitant l’accumulation d’hypersurenroulement négatif, la surproduction de la RNase HI prévient alors la dégradation de l’ARN et permet la croissance. Quand la RNase HI est inactivée en présence de topoisomérase I, les R-loops réduisent le niveau d’expression de nombreux gènes, incluant des gènes de résistance aux stress comme rpoH et grpE. Cette inhibition de l’expression génique n’est pas accompagnée de la dégradation de l’ARN contrairement à ce qui se produit en absence de topoisomérase I. Dans le mutant déficient en RNase HI, la diminution de l’expression génique réduit la concentration cellulaire de différentes protéines, ce qui altère négativement le taux de croissance et affecte dramatiquement la survie des cellules exposées aux stress de hautes températures et oxydatifs. Une inactivation de RecA, le facteur essentiel qui déclenche la réponse SOS et le cSDR, ne restaure pas l’expression génique. Ceci démontre que la réponse SOS et le cSDR ne sont pas impliqués dans l’inhibition de l’expression génique en absence de RNase HI. La croissance bactérienne qui est inhibée en absence de topoisomérase I, reprend lorsque l’excès de surenroulement négatif est éliminé. En absence de RNase HI et de topoisomérase I, le surenroulement négatif est très relaxé. Il semble que la réponse cellulaire suite à la formation de R-loops, soit la relaxation du surenroulement négatif. Selon le même principe, des mutations compensatoires dans la gyrase apparaissent en absence de topoisomérase I et réduisent l’accumulation de surenroulement négatif. Ceci supporte fortement l’idée que le surenroulement négatif joue un rôle primordial dans la formation de R-loop. La régulation du surenroulement négatif de l’ADN est donc une tâche essentielle pour la cellule. Elle favorise notamment l’expression génique optimale durant la croissance et l’exposition aux stress, en limitant la formation de R-loops. La topoisomérase I et la RNase HI jouent un rôle important et complémentaire dans ce processus.

Interaction entre la RNase HI et la RNase E dans le métabolisme des R-loops et la dégradation des ARNms chez Escherichia coli.

Chez la bactérie Escherichia coli, la topoisomérase I et la gyrase représentent deux topoisomérases majeures qui participent à la régulation du surenroulement de l’ADN. Celles-ci sont codées respectivement par les gènes topA et par gyrA et gyrB. Chez les mutants topA, l’excès de surenroulement négatif qui est généré en amont de la polymérase ARN lors de la phase d’élongation de la transcription de l’ADN, entraine la formation de R-loops. Les R-loops sont des hybrides ARN-ADN qui in vivo sont formés lorsque l’ARN nouvellement transcrit forme un hybride avec le brin d’ADN matrice, le brin d’ADN complémentaire demeurant sous forme simple brin. La RNase HI est une endoribonucléase codée par le gène rnhA. Elle dégrade l’ARN de R-loops, entre autres, pour empêcher l’initiation de la réplication à des sites autres que l’origine normale, oriC. Chez les mutants rnhA, on observe une réplication indépendante de l’origine oriC. Ce type de réplication appelé cSDR, pourrait donc expliquer, du moins en partie, l’inhibition de la croissance de doubles mutants topA rnhA. A l’aide de la mutagenèse au transposon Tn5, il a été possible d’isoler des suppresseurs extragéniques qui permettaient la croissance des doubles mutants topA rnhA. Plusieurs de ces suppresseurs ont le transposon inséré dans le gène codant pour la RNase E, l’endoribonucléase principale impliquée dans la dégradation des ARNms chez E. coli. La majorité des insertions se retrouvent dans la partie C-terminale de la protéine qui est impliquée dans l’assemblage d’un complexe multiprotéique appelé l’ARN dégradosome. Les résultats obtenus démontrent que ces suppresseurs diminuent le cSDR ainsi que la réponse SOS induite constitutivement en l’absence de la RNase HI. Sachant que la RNase HI est une endoribonucléase tout comme la RNase E, une collaboration entre les deux enzymes suggère que la RNase E pourrait également jouer un rôle potentiel dans le contrôle de la formation des R-loops et bien évidemment de leur retrait au sein de la cellule. À l’opposé, il est possible que la RNase HI puisse avoir comme autre fonction la prise en charge de la maturation et de la dégradation des molécules d’ARNs.

Unbalanced R-loops and micronuclei induced by DNA topoisomerase I poisons in cancer cells

Topoisomerase I (Top1) poisons are among the most clinically-effective drugs used for colon, ovary and lung cancers. Unpublished data from our lab have recently revealed that the structurally-unrelated Top1 poisons, Camptothecin (CPT) and Indimitecan (LMP776), induce the formation of micronuclei (MNi) in human cancer cells. In addition, MNi trigger an innate immune gene response by stimulating the cGAS/STING pathway. As the mechanisms of MNi formation are not fully determined, our aim is here to establish how MNi form after Top1 poisoning. Using immunofluorescence assays and EdU labelling of nascent DNAs, our results show that, after 24 hours of recovery, a short treatment with sub-cytotoxic doses of Top1 poisons induces the formation of MNi that do not contain newly synthetized (EdU+) DNA. We also saw that Top1 poisons delay replication machinery reducing EdU incorporation and produce significant levels of the damage markers γH2AX and p53BP1 in S-phase cells but not in G1 and G2/M cells. The results also show that MNi formation is dependent on R-loops, as RNaseH1 overexpression markedly reduces Top1 induced MNi. Genome-wide mapping of R-loops by DRIP-seq technique revealed that R-loop levels are both decreased and increased by CPT. In particular, increased R-loops are mainly found at active genes and always overlapped with Top1cc sites. We also found that increased R-loops overlap with lamina-associated chromatin domains while decreased R-loops correlate with replication origin sites. Overall, our data are consistent with the formation of MNi due to R-loop increase and under-replication at specific regions caused by Top1 poisons. These results will eventually help in developing new strategies for effective personalized interventions by using Top1-targeted compounds as immuno-modulators in cancer patients.

R-loops and G4-structures: from DNA damage to innate immune response gene activation

Non-B DNA structures like R-loops and G-quadruplexes play a pivotal role in several cellular vital processes like DNA transcription regulation. Misregulation of said non-canonical DNA structures can often lead to genome instability, DNA damage, and, eventually, to the activation of an innate immune response. For such reasons they have been studied as adjuvants in anticancer therapies. Here we studied drugs targeting R-loops (Top1 poisons) and G4s (hydrazone derivatives) in order to observe their effects in terms of DNA damage induction and, subsequently, activation of innate immune response. We studied how non-cytotoxic doses of ampthotecin and LMP-776 impact on genome instability, are capable to induce DNA damage and micronuclei, and, eventually lead to an innate immune gene response via the cGAS/STING pathway. G-quadruplexes are another ubiquitous, non-canonical DNA structure, more abundant in telomeric regions, demonstrating a marked relation with the impairment of telomerase and the regulation of DNA replication and transcription. Furthermore, we investigated the properties of new-synthesized molecules belonging to the highly promising class of hydrazone derivatives, in terms of cytotoxicity, ability to stabilize G4-structures, induce DNA damage, and activate interferon-B production. Both Top1 poisons and G4-stabilizers possess several features that can be very useful in clinical applications, in light of their ability to stimulate innate immune response factors and exert a certain cell-killing power, plus they offer a broad and diverse range of treatment options in order to face a variety of patient treatment needs. It is for these very reasons that it is of uttermost importance that further studies are conducted on these compounds, in order to synthesize new and increasingly powerful and flexible ones, with fewer side effects to customize therapies on specific cancers’ and patients’ features.

Effet de la RNase HI sur l’expression génique et sur le surenroulement de l’ADN chez Escherichia coli

Les R-loops générés durant la transcription sont impliqués dans de nombreuse fonctions incluant la réplication, la recombinaison et l’expression génique tant chez les procaryotes que chez les eucaryotes. Plusieurs études ont montré qu’un excès de supertours négatifs et des séquences riches en bases G induisent la formation de R-loops. Jusqu’à maintenant, nos résultats nous ont permis d’établir un lien direct entre les topoisomérases, le niveau de surenroulement et la formation de R-loops. Cependant, le rôle physiologique des R-loops est encore largement inconnu. Dans le premier article, une étude détaillée du double mutant topA rnhA a montré qu’une déplétion de RNase HI induit une réponse cellulaire qui empêche la gyrase d’introduire des supertours. Il s’agit ici, de la plus forte évidence supportant les rôles majeurs de la RNase HI dans la régulation du surenroulement de l’ADN. Nos résultats ont également montré que les R-loops pouvaient inhiber l’expression génique. Cependant, les mécanismes exacts sont encore mal connus. L’accumulation d’ARNs courts au détriment d’ARNs pleine longueur peut être causée soit par des blocages durant l’élongation de la transcription soit par la dégradation des ARNs pleine longueur. Dans le deuxième article, nous montrons que l’hypersurenroulement négatif peut mener à la formation de R-loops non-spécifiques (indépendants de la séquence nucléotidique). La présence de ces derniers, engendre une dégradation massive des ARNs et ultimement à la formation de protéines tronquées. En conclusion, ces études montrent l’évidence d’un lien étroit entre la RNase HI, la formation des R-loops, la topologie de l’ADN et l’expression génique. De plus, elles attestent de la présence d’un nouvel inhibiteur de gyrase ou d’un mécanisme encore inconnu capable de réguler son activité. Cette surprenante découverte est élémentaire sachant que de nombreux antibiotiques ciblent la gyrase. Finalement, ces études pourront servir également de base à des recherches similaires chez les cellules eucaryotes.

Rôle de la topoisomérase I dans la stabilité du génome chez Escherichia coli

Les topoisomérases (topos) de type IA jouent un rôle primordial dans le maintien et l’organisation du génome. Cependant, les mécanismes par lesquels elles contrôlent cette stabilité génomique sont encore à approfondir. Chez E. coli, les deux principales topoisomérases de type IA sont la topo I (codée par le gène topA) et la topo III (codée par le gène topB). Il a déjà été montré que les cellules dépourvues des topos I et III formaient de très longs filaments dans lesquels les chromosomes ne sont pas bien séparés. Comme ces défauts de ségrégation des chromosomes sont corrigés par l’inactivation de la protéine RecA qui est responsable de la recombinaison homologue, il a été émis comme hypothèse que les topoisomérases de type IA avaient un rôle dans la résolution des intermédiaires de recombinaison afin de permettre la séparation des chromosomes. D’autre part, des études réalisées dans notre laboratoire démontrent que le rôle majeur de la topoisomérase I est d’empêcher la formation des R-loops durant la transcription, surtout au niveau des opérons rrn. Ces R-loops on été récemment identifiés comme des obstacles majeurs à l’avancement des fourches de réplication, ce qui peut provoquer une instabilité génomique. Nous avons des évidences génétiques montrant qu’il en serait de même chez nos mutants topA. Tout récemment, des études ont montré le rôle majeur de certaines hélicases dans le soutien aux fourches de réplication bloquées, mais aussi une aide afin de supprimer les R-loops. Chez E. coli, ces hélicases ont été identifiées et sont DinG, Rep et UvrD. Ces hélicases jouent un rôle dans la suppression de certains obstacles à la réplication. Le but de ce projet était de vérifier l’implication de ces hélicases chez le mutant topA en utilisant une approche génétique. Étonnamment, nos résultats montrent que la délétion de certains de ces gènes d’hélicases a pour effet de corriger plutôt que d’exacerber des phénotypes du mutants topA qui sont liés à la croissance et à la morphologie des nucléoides et des cellules. Ces résultats sont interprétés à la lumière de nouvelles fonctions attribuées aux topoisomérases de types IA dans la stabilité du génome.

Genetic studies on the role of type IA DNA topoisomerases in DNA metabolism and genome maintenance in Escherichia coli

Le surenroulement de l’ADN est important pour tous les processus cellulaires qui requièrent la séparation des brins de l’ADN. Il est régulé par l’activité enzymatique des topoisomérases. La gyrase (gyrA et gyrB) utilise l’ATP pour introduire des supertours négatifs dans l’ADN, alors que la topoisomérase I (topA) et la topoisomérase IV (parC et parE) les éliminent. Les cellules déficientes pour la topoisomérase I sont viables si elles ont des mutations compensatoires dans un des gènes codant pour une sous-unité de la gyrase. Ces mutations réduisent le niveau de surenroulement négatif du chromosome et permettent la croissance bactérienne. Une de ces mutations engendre la production d'une gyrase thermosensible. L’activité de surenroulement de la gyrase en absence de la topoisomérase I cause l’accumulation d’ADN hyper-surenroulé négativement à cause de la formation de R-loops. La surproduction de la RNase HI (rnhA), une enzyme qui dégrade l’ARN des R-loops, permet de prévenir l’accumulation d’un excès de surenroulement négatif. En absence de RNase HI, des R-loops sont aussi formés et peuvent être utilisés pour déclencher la réplication de l’ADN indépendamment du système normal oriC/DnaA, un phénomène connu sous le nom de « constitutive stable DNA replication » (cSDR). Pour mieux comprendre le lien entre la formation de R-loops et l’excès de surenroulement négatif, nous avons construit un mutant conditionnel topA rnhA gyrB(Ts) avec l’expression inductible de la RNase HI à partir d’un plasmide. Nous avons trouvé que l’ADN des cellules de ce mutant était excessivement relâché au lieu d'être hypersurenroulé négativement en conditions de pénurie de RNase HI. La relaxation de l’ADN a été montrée comme étant indépendante de l'activité de la topoisomérase IV. Les cellules du triple mutant topA rnhA gyrB(Ts) forment de très longs filaments remplis d’ADN, montrant ainsi un défaut de ségrégation des chromosomes. La surproduction de la topoisomérase III (topB), une enzyme qui peut effectuer la décaténation de l’ADN, a corrigé les problèmes de ségrégation sans toutefois restaurer le niveau de surenroulement de l’ADN. Nous avons constaté que des extraits protéiques du mutant topA rnhA gyrB(Ts) pouvaient inhiber l’activité de surenroulement négatif de la gyrase dans des extraits d’une souche sauvage, suggérant ainsi que la pénurie de RNase HI avait déclenché une réponse cellulaire d’inhibition de cette activité de la gyrase. De plus, des expériences in vivo et in vitro ont montré qu’en absence de RNase HI, l’activité ATP-dépendante de surenroulement négatif de la gyrase était inhibée, alors que l’activité ATP-indépendante de cette enzyme demeurait intacte. Des suppresseurs extragéniques du défaut de croissance du triple mutant topA rnhA gyrB(Ts) qui corrigent également les problèmes de surenroulement et de ségrégation des chromosomes ont pour la plupart été cartographiés dans des gènes impliqués dans la réplication de l’ADN, le métabolisme des R-loops, ou la formation de fimbriae. La deuxième partie de ce projet avait pour but de comprendre les rôles des topoisomérases de type IA (topoisomérase I et topoisomérase III) dans la ségrégation et la stabilité du génome de Escherichia coli. Pour étudier ces rôles, nous avons utilisé des approches de génétique combinées avec la cytométrie en flux, l’analyse de type Western blot et la microscopie. Nous avons constaté que le phénotype Par- et les défauts de ségrégation des chromosomes d’un mutant gyrB(Ts) avaient été corrigés en inactivant topA, mais uniquement en présence du gène topB. En outre, nous avons démontré que la surproduction de la topoisomérase III pouvait corriger le phénotype Par- du mutant gyrB(Ts) sans toutefois corriger les défauts de croissance de ce dernier. La surproduction de topoisomérase IV, enzyme responsable de la décaténation des chromosomes chez E. coli, ne pouvait pas remplacer la topoisomérase III. Nos résultats suggèrent que les topoisomérases de type IA jouent un rôle important dans la ségrégation des chromosomes lorsque la gyrase est inefficace. Pour étudier le rôle des topoisomérases de type IA dans la stabilité du génome, la troisième partie du projet, nous avons utilisé des approches génétiques combinées avec des tests de « spot » et la microscopie. Nous avons constaté que les cellules déficientes en topoisomérase I avaient des défauts de ségrégation de chromosomes et de croissance liés à un excès de surenroulement négatif, et que ces défauts pouvaient être corrigés en inactivant recQ, recA ou par la surproduction de la topoisomérase III. Le suppresseur extragénique oriC15::aph isolé dans la première partie du projet pouvait également corriger ces problèmes. Les cellules déficientes en topoisomérases de type IA formaient des très longs filaments remplis d’ADN d’apparence diffuse et réparti inégalement dans la cellule. Ces phénotypes pouvaient être partiellement corrigés par la surproduction de la RNase HI ou en inactivant recA, ou encore par des suppresseurs isolés dans la première partie du projet et impliques dans le cSDR (dnaT18::aph et rne59::aph). Donc, dans E. coli, les topoisomérases de type IA jouent un rôle dans la stabilité du génome en inhibant la réplication inappropriée à partir de oriC et de R-loops, et en empêchant les défauts de ségrégation liés à la recombinaison RecA-dépendante, par leur action avec RecQ. Les travaux rapportés ici révèlent que la réplication inappropriée et dérégulée est une source majeure de l’instabilité génomique. Empêcher la réplication inappropriée permet la ségrégation des chromosomes et le maintien d’un génome stable. La RNase HI et les topoisomérases de type IA jouent un rôle majeur dans la prévention de la réplication inappropriée. La RNase HI réalise cette tâche en modulant l’activité de surenroulement ATP-dependante de la gyrase, et en empêchant la réplication à partir des R-loops. Les topoisomérases de type IA assurent le maintien de la stabilité du génome en empêchant la réplication inappropriée à partir de oriC et des R-loops et en agissant avec RecQ pour résoudre des intermédiaires de recombinaison RecA-dépendants afin de permettre la ségrégation des chromosomes.

Interactions of G-quadruplex binders and Topoisomerase I inhibitors in cancer cells

Top1-DNA cleavage complexes (Top1ccs) trigger an accumulation of antisense RNAPII transcripts specifically at active divergent CpG-island promoters in a replication independent and Top1 dependent manner, leading to transcription-dependent genome instability and altered transcription regulation. Using different cancer cell lines of colon and osteo origins, we show that they display different sensitivity to CPT and G4 binder that is independent from Top1 level. To look at the interactions between Top1 and G4, we show that co-treatment with G4 binders potentiate the cell cytotoxicity of CPT regardless of the treatment sequences. Potentiation is indicated by a reduced inhibition concentration (IC50) with a more profound cytotoxicity in CPT-resistant cell lines, HCT15 and U2OS, hence, indicating an interaction between Top1inhibitor and G4 binders. Moreover, computational analysis confirmed the present of G4 motifs in genes with CPT-induced antisense transcription. G4 motifs are present mostly 5000 bp upstream from transcription start site and notably lower in genes. Comparisons between genes with no antisense transcription and genes with antisense transcription show that G4 motifs in this region are notably lower in the genes with antisense transcripts. Since CPT increases negative supercoils at promoters of intermediate activity, the formation of G4 is also increased in CPT-treated cells. Suprisingly, formation of G4 is regulated in parallel to the transient stabilization of R-loops, indicating a role in response to CPT-induced stress. G4 formation is highly elevated in Pyridostatin treated cells, which previous study shows increased formation of γH2Ax foci. This effect is also seen in the CPT-resistant cell lines, HCT15, indicating that the formation is a general event in response to CPT. We also show that R-loop formation is greatly increased in Pyridostatin treated cells. In order to study the role of R-loops and G4 structures in Top1cc-dependant repair pathway, we inhibited tyrosyl-phosphodiestrase 1 (TDP-1) using a TDP-1 inhibitor.

Natural compounds Camptothecin and Triptolide: highly specific enzyme inhibitors and tools to dissect transcriptional functions

With this work I elucidated new and unexpected mechanisms of two strong and highly specific transcription inhibitors: Triptolide and Campthotecin. Triptolide (TPL) is a diterpene epoxide derived from the Chinese plant Trypterigium Wilfoordii Hook F. TPL inhibits the ATPase activity of XPB, a subunit of the general transcription factor TFIIH. In this thesis I found that degradation of Rbp1 (the largest subunit of RNA Polymerase II) caused by TPL treatments, is preceded by an hyperphosphorylation event at serine 5 of the carboxy-terminal domain (CTD) of Rbp1. This event is concomitant with a block of RNA Polymerase II at promoters of active genes. The enzyme responsible for Ser5 hyperphosphorylation event is CDK7. Notably, CDK7 downregulation rescued both Ser5 hyperphosphorylation and Rbp1 degradation triggered by TPL. Camptothecin (CPT), derived from the plant Camptotheca acuminata, specifically inhibits topoisomerase 1 (Top1). We first found that CPT induced antisense transcription at divergent CpG islands promoter. Interestingly, by immunofluorescence experiments, CPT was found to induce a burst of R loop structures (DNA/RNA hybrids) at nucleoli and mitochondria. We then decided to investigate the role of Top1 in R loop homeostasis through a short interfering RNA approach (RNAi). Using DNA/RNA immunoprecipitation techniques coupled to NGS I found that Top1 depletion induces an increase of R loops at a genome-wide level. We found that such increase occurs on the entire gene body. At a subset of loci R loops resulted particularly stressed after Top1 depletion: some of these genes showed the formation of new R loops structures, whereas other loci showed a reduction of R loops. Interestingly we found that new peaks usually appear at tandem or divergent genes in the entire gene body, while losses of R loop peaks seems to be a feature specific of 3’ end regions of convergent genes.

Bacteriophage T4 gene 41 helicase and gene 59 helicase-loading protein: A versatile couple with roles in replication and recombination

Bacteriophage T4 uses two modes of replication initiation: origin-dependent replication early in infection and recombination-dependent replication at later times. The same relatively simple complex of T4 replication proteins is responsible for both modes of DNA synthesis. Thus the mechanism for loading the T4 41 helicase must be versatile enough to allow it to be loaded on R loops created by transcription at several origins, on D loops created by recombination, and on stalled replication forks. T4 59 helicase-loading protein is a small, basic, almost completely α-helical protein whose N-terminal domain has structural similarity to high mobility group family proteins. In this paper we review recent evidence that 59 protein recognizes specific structures rather than specific sequences. It binds and loads the helicase on replication forks and on three- and four-stranded (Holliday junction) recombination structures, without sequence specificity. We summarize our experiments showing that purified T4 enzymes catalyze complete unidirectional replication of a plasmid containing the T4 ori(uvsY) origin, with a preformed R loop at the position of the R loop identified at this origin in vivo. This replication depends on the 41 helicase and is strongly stimulated by 59 protein. Moreover, the helicase-loading protein helps to coordinate leading and lagging strand synthesis by blocking replication on the ori(uvsY) R loop plasmid until the helicase is loaded. The T4 enzymes also can replicate plasmids with R loops that do not have a T4 origin sequence, but only if the R loops are within an easily unwound DNA sequence.

Rôle de la topoisomérase I dans l'expression génique chez Escherichia coli

Mémoire numérisé par la Direction des bibliothèques de l'Université de Montréal.

Étude des mécanismes de surenroulement de l'ADN induit par la transcription chez Escherichia coli

Thèse numérisée par la Direction des bibliothèques de l'Université de Montréal.

Effet de l'antiterminaison de la transcription sur l'expression génique chez Escherichia coli en absence de topoisomérase I

Mémoire numérisé par la Direction des bibliothèques de l'Université de Montréal.

Genetic Analysis of Mitotic Recombination in Saccharomyces cerevisiae

Mitotic genome instability can occur during the repair of double-strand breaks (DSBs) in DNA, which arise from endogenous and exogenous sources. Studying the mechanisms of DNA repair in the budding yeast, Saccharomyces cerevisiae has shown that Homologous Recombination (HR) is a vital repair mechanism for DSBs. HR can result in a crossover event, in which the broken molecule reciprocally exchanges information with a homologous repair template. The current model of double-strand break repair (DSBR) also allows for a tract of information to non-reciprocally transfer from the template molecule to the broken molecule. These “gene conversion” events can vary in size and can occur in conjunction with a crossover event or in isolation. The frequency and size of gene conversions in isolation and gene conversions associated with crossing over has been a source of debate due to the variation in systems used to detect gene conversions and the context in which the gene conversions are measured.

In Chapter 2, I use an unbiased system that measures the frequency and size of gene conversion events, as well as the association of gene conversion events with crossing over between homologs in diploid yeast. We show mitotic gene conversions occur at a rate of 1.3x10-6 per cell division, are either large (median 54.0kb) or small (median 6.4kb), and are associated with crossing over 43% of the time.

DSBs can arise from endogenous cellular processes such as replication and transcription. Two important RNA/DNA hybrids are involved in replication and transcription: R-loops, which form when an RNA transcript base pairs with the DNA template and displaces the non-template DNA strand, and ribonucleotides embedded into DNA (rNMPs), which arise when replicative polymerase errors insert ribonucleotide instead of deoxyribonucleotide triphosphates. RNaseH1 (encoded by RNH1) and RNaseH2 (whose catalytic subunit is encoded by RNH201) both recognize and degrade the RNA in within R-loops while RNaseH2 alone recognizes, nicks, and initiates removal of rNMPs embedded into DNA. Due to their redundant abilities to act on RNA:DNA hybrids, aberrant removal of rNMPs from DNA has been thought to lead to genome instability in an rnh201Δ background.

In Chapter 3, I characterize (1) non-selective genome-wide homologous recombination events and (2) crossing over on chromosome IV in mutants defective in RNaseH1, RNaseH2, or RNaseH1 and RNaseH2. Using a mutant DNA polymerase that incorporates 4-fold fewer rNMPs than wild type, I demonstrate that the primary recombinogenic lesion in the RNaseH2-defective genome is not rNMPs, but rather R-loops. This work suggests different in-vivo roles for RNaseH1 and RNaseH2 in resolving R-loops in yeast and is consistent with R-loops, not rNMPs, being the the likely source of pathology in Aicardi-Goutières Syndrome patients defective in RNaseH2.

Rôle de la topoisomérase I dans l'expression génique chez Escherichia coli

Mémoire numérisé par la Direction des bibliothèques de l'Université de Montréal.