Endogene DNA-Schädigung als Ursache genetischer Instabilität

Zusammenfassung Diese Arbeit beschreibt Untersuchungen über die zellulären Mechanismen, die zur Bildung dieser DNA-Schäden führen, sowie über die biologischen Auswirkungen dieser Schäden. Die Untersuchungen zu Uracil in der DNA wurden in ung-knockout-MEFs und Mäusen durchgeführt, die es erlauben, die Konsequenzen eines Ausfalls der wichtigsten Reparaturglykosylase für Uracil zu beleuchten. Die Ergebnisse zeigen eine deutliche Akkumulation von Uracil in den ung-/--Mausfibroblasten im Vergleich zum Wildtyp. In frisch isolierten Leber- und Milzzellen der Mäuse konnte dieser genotypspezifische Unterschied, wenn auch weniger ausgeprägt, ebenso beobachtet werden, nicht jedoch in reifen Spermien. Dieser gewebespezifische Unterschied und die quantitativ stärker ausgeprägte Akkumulation in ung-/--Mausfibroblasten im Vergleich zu den Mäusegeweben gab Anlass zur Vermutung, dass die Proliferation der Zellen für den Haupteintrag an Uracil in die DNA verantwortlich ist. Erstmals konnte in Versuche mit konfluenten (nicht mehr proliferierenden) ung-/--Mausfibroblasten gezeigt werden, dass nicht die spontane hydrolytische Desaminierung von Cytosin, sondern der Fehleinbau von dUMP während der DNA-Replikation die Hauptquelle für Uracil in der DNA von Säugerzellen darstellt. Da der Uracilmetabolismus ein wichtiges Target in der Chemotherapie ist, lag es nahe, das zur Verfügung stehende ung-knockout-Modell der MEFs zur Untersuchung mit Fluorpyrimidinen, die als Zytostatika verwendet werden, einzusetzen. Da bisher die Ursachen der beobachteten Apoptose der Tumorzellen und aller anderen metabolisch hochaktiven Zellen eines behandelten Organismus noch nicht vollständig verstanden ist, wurden diese Zellen mit verschiedenen Fluorpyrimidinen behandelt, die als Thymidylatsynthasehemmer die de novo Synthese von Thymidin unterbinden. Es konnte gezeigt werden, dass ung-/- Mausfibroblasten, im Gegensatz zu ung+/+ Mausfibroblasten, verstärkt Uracil in der DNA akkumulieren. Obwohl die ung+/+ Mausfibroblasten keine erhöhten Uracil-Spiegel in der DNA aufwiesen, zeigten sie bei Inkubation mit einem der beiden Thymidylatsynthasehemmern, 5-Fluoruracil (5-FU), die gleiche Sensitivität in einem nachfolgenden Proliferationsversuch wie die ung-/- Mausfibroblasten. Dies lässt darauf schließen, dass weder Reparatur noch Einbau von Uracil in die DNA für die beobachtete Toxizität dieser Zytostatika notwendig sind. Ein weiterer Schwerpunkt dieser Arbeit war die Untersuchung des DNA-schädigenden Potenzials endogener ROS, die aus dem Fremdstoffmetabolismus stammen. Dazu wurden V79-Zellen verwendet, die mit dem humanen Enzym Cytochrom 2E1 (CYP2E1) transfiziert wurden (V79 CYP2E1) sowie Zellen, die ebenfalls durch Transfektion das humane Enzym Cytochromreduktase (auch Oxidoreduktase genannt) überexprimieren (V79 hOR). Beide Enzyme sind zusammen an der Hydroxylierung von Fremdstoffen beteiligt, bei der die Reduktion von molekularem Sauerstoff durch Übertragung von zwei Elektronen notwendig ist. Wird anstatt zweier Elektronen in Folge nur eines auf den Sauerstoff übertragen, so führt dieser von der Substratoxygenierung enkoppelte Vorgang zur Bildung von Superoxid. Daher galt es zu klären, ob das so erzeugte Superoxid und daraus gebildete ROS in der Lage sind, die DNA zu schädigen. Es konnte gezeigt werden, dass die Überexpression von CYP2E1 nicht zu einem erhöhten basalen Gleichgewichtsspiegel oxidativer DNA-Schäden führt und die Metabolisierung von Ethanol durch dieses Enzym ebenfalls keine DNA-Modifikationen verursacht. Die Überexpression der Cytochromreduktase hingegen führte gegenüber dem Wildtyp zu einem erhöhten basalen Gleichgewichtsspiegel oxidativer Basenmodifikationen nach Depletion von Glutathion, einem wichtigen zellulären Antioxidans. Im Mikrokerntest, der gentoxische Ereignisse wie Chromosomenbrüche in Zellen aufzeigt, zeigte sich schon ohne Glutathion-Depletion eine doppelt so hohe Mikrokernrate im Vergleich zum Wildtyp. In weiteren Versuchen wurden die V79-hOR-Zellen mit dem chinoiden Redoxcycler Durochinon inkubiert, um zu untersuchen, ob das vermutlich durch die Reduktase vermittelte Redoxcycling über Generierung von ROS in der Lage ist, einen oxidativen DNA-Schaden und Toxizität zu verursachen. Hier zeigte sich, dass die Überexpression der Reduktase Voraussetzung für Toxizität und den beobachteten DNA-Schaden ist. Die Wildtyp-Zellen zeigten weder einen DNA-Schaden noch Zytotoxizität, auch eine zusätzliche Glutathion-Depletion änderte nichts an dem Befund. Die V79-hOR-Zellen hingegen reagierten auf die Inkubation mit Durochinon mit einer konzentrationsabhängigen Zunahme der Einzelstrangbrüche und oxidativen Basenmodifikationen, wobei sich der DNA-Schaden durch vorherige Glutathion-Depletion verdoppeln ließ.

Die 18 F-Fluorierung verschiedener Aminosäuren als Tracer für die Tumor-Diagnostik mittels Positronen-Emissions-Tomographie

Die Zielsetzung dieser Arbeit war die Synthese und Markierung, sowie die in vitro- und in vivo-Evaluierung zweier markierter Aminosäure. Es wurden die PET-Tumor-Tracer C1-(2-[18F]Fluoreth- ylamino)-asparagin und S-2-Amino-4-[18F]fluor-butansäure synthetisiert. Die Markierung zum C1-(2-[18F]Fluorethylamino)-asparagin wurde mit 2-[18F]Fluorethylamin als Precursor durchgeführt. Ausgehend von N,N-Dibenzyl-(2-bromethyl)-amin wurde zunächst N,N-Dibenzyl-(2-[18F]fluorethyl)-amin in einer nukleophilen Substiution mit [18F]Fluorid in Acetonitril bei 80 °C mit einer Reaktionsdauer von 5 min dargestellt. Zur Abtrennung überschüssigen [18F]Fluorids wurde das Roh-Produkt auf einer Sep-Pak Plus Kartusche (C18) fixiert und mit Acetonitril eluiert. Die Abspaltung der Benzyl-Schutzgruppen erfolgte durch die Zugabe von Pd/C zu dem eluierten N,N-Dibenzyl-(2-[18F]fluorethyl)-amin und Behandelung der Lösung im leichten Wasserstoffstrom. Im finalen Aufreinigungsschritt wird der Katalysator Pd/C mittels eines Membranfilters abgetrennt. Das 2-[18F]Fluorethylamin wird im Sauren in das Amino-Salz überführt und im Vakuum vom Lösungsmittel befreit. Die Markierung zum C1-(2-[18F]Fluorethylamino)-asparagin wurde in DMF durchgeführt. Die höchsten Ausbeuten werden nach 4 min bei 60 °C erhalten. Die Abspaltung der Schutzgruppe erfolgt durch Trifluoressigsäure bei Raumtemperatur in 8 min. Die Aufreinigung des C1-(2-[18F]Fluorethylamino)-asparagin mittels HPLC und Festphasenextraktion liegt das Produkt in einer isotonischne isotonischen Kochsalzlösung vor. Die in vitro-Versuche wurden mit C1-(2-[18F]Fluorethylamino)-asparagin an 5 verschiedenen Zelllinen durchgeführt, 3 Plattenepitele und 2 Melanome. Hierbei konnte eine erhöhte Akkumulation von C1 -(2-[18F]Fluorethylamino)-asparagin beobachtet werden, die innerhalb von 20 min einen konstanten Wert erreicht. Ein Blockade-Experiment zeigte, dass sich die Aufnahme von C1 -(2-[18F]Fluorethylamino)-asparagin durch gesättinge Asparagin-Lösung bei den Plattenepitelen gar nicht und bei den Melanomen nur leicht vermindern ließ. Da die Aufnahme von C1-(2-[18F]Fluorethylamino)-asparagin in die Zellen höher war als bei FDG bei dem gleichen Versuchsaufbau, wurden in vivo-Versuche angesetzt. Die in vivo-Versuche an Sprague Dawley Ratten mit C1-(2-[18 F]Fluorethylamino)-asparagin zeigten keine messbare Anreicherung von C1-(2-[18F]Fluorethylamino)-asparagin in Tumoren. Fast die komplette Aktivität wurde in der Niere und Blase wiedergefunden. Die Synthese von S-2-Amino-4-[18F]fluor-butansäure wurde über stereodirigierende Auxilliare realisiert. Dazu wurden die geeignetsten Auxillare ausgewählt und auf ihre Eignung verglichen. Der Vergleich der stereodirigierenden Auxilare zeigte, dass das (1R,2R,5R)-2-Hydroxy-2,6,6-trimethyl- bicyclo[3.1.1]hept-3-ylidenamino)-essigsäure tert.-butylester (Laue-Auxillar) am geeignetesten ist. Die 18F-Markierung von S-2-Amino-4-[18F]fluor-butansäure wurde so optimiert, dass eine möglichst hohe stereochemische Reinheit des Produktes erzielt wird. Die optische Reinheit von S-2-Amino-4-[18 F]fluor-butansäure wurde mit > 93 % ee berechnet. Die Synthese des Markierungsvorläufers wurde ausgehend vom Laue-Auxilliar aufgebaut. Als Abgangsgruppe hat sich die Tosylgruppe besonders bewährt. Sie lässt sich unter besonders schonenden Bedingungen in den säurelabilen (1R,2R,5R)-4-Hydroxy-2-(2-hydroxy-2,6,6-trimethyl-bi- cyclo[3.1.1]hept-3-ylidenamino) butansäure tert.-butylester einführen. Bei der 18F-Markierung von S-2-Amino-4-[18F]fluor-butansäure mittels n.c.a. [18F]Fluorid hat sich die Wahl des Basensystems als besonders wichtig erwiesen. Die maximale Ausbeuten von 55% wurde mit Oxalat als Basensystem in Acetonitril bei 80 °C und einer Reaktionszeit von 15 min erzielen. Die Abspaltung der Schutzgruppen und die Abtrennung des Produktes wird in mehreren Schritten durchgeführt einschließlich einer HPLC-Abtrennung. Es wird nach 150 min Synthesedauer das gereinigte S-2-Amino-4-[18F]fluor-butansäure in isotonischer Kochsalzlösung mit einer Ausbeute von > 10 % RCA erhalten. Bei in vivo-Versuchen an Sprague Dawley Ratten reicherte sich der Hauptteil der Aktivität in der Niere an und nur weniger als ein halbes Prozent der applizierten Aktivität fand sich in den Tumoren wieder. Nach 10 min wurde ein maximaler Wert erreicht, der sich bis zum Ende der Messung nicht verändert. Das Verhältnis von Tumoraktivität zu unspezifisch-gebundener Aktivität betrug 2,2. Damit liegt das Verhältnis im Bereich der meisten klinisch eingesetzten PET-Tumor-Tracer wie dem des O-(2-[18F]Fluorethyl)-L-tyrosin mit 1,5.