Marquage fluorescent des protéines pour étudier les enzymes protéolytiques solubles et immobilisées par la cartographie peptidique électrophorétique

La cartographie peptidique est une méthode qui permet entre autre d’identifier les modifications post-traductionnelles des protéines. Elle comprend trois étapes : 1) la protéolyse enzymatique, 2) la séparation par électrophorèse capillaire (CE) ou chromatographie en phase liquide à haute performance (HPLC) des fragments peptidiques et 3) l’identification de ces derniers. Cette dernière étape peut se faire par des méthodes photométriques ou par spectrométrie de masse (MS). Au cours de la dernière décennie, les enzymes protéolytiques immobilisées ont acquis une grande popularité parce qu’elles peuvent être réutilisées et permettent une digestion rapide des protéines due à un rapport élevé d’enzyme/substrat. Pour étudier les nouvelles techniques d’immobilisation qui ont été développées dans le laboratoire du Professeur Waldron, la cartographie peptidique par CE est souvent utilisée pour déterminer le nombre total de peptides détectés et leurs abondances. La CE nous permet d’avoir des séparations très efficaces et lorsque couplée à la fluorescence induite par laser (LIF), elle donne des limites de détection qui sont 1000 fois plus basses que celles obtenues avec l’absorbance UV-Vis. Dans la méthode typique, les peptides venant de l’étape 1) sont marqués avec un fluorophore avant l’analyse par CE-LIF. Bien que la sensibilité de détection LIF puisse approcher 10-12 M pour un fluorophore, la réaction de marquage nécessite un analyte dont la concentration est d’au moins 10-7 M, ce qui représente son principal désavantage. Donc, il n’est pas facile d’étudier les enzymes des peptides dérivés après la protéolyse en utilisant la technique CE-LIF si la concentration du substrat protéique initial est inférieure à 10-7 M. Ceci est attribué à la dilution supplémentaire lors de la protéolyse. Alors, afin d’utiliser le CE-LIF pour évaluer l’efficacité de la digestion par enzyme immobilisée à faible concentration de substrat,nous proposons d’utiliser des substrats protéiques marqués de fluorophores pouvant être purifiés et dilués. Trois méthodes de marquage fluorescent de protéine sont décrites dans ce mémoire pour étudier les enzymes solubles et immobilisées. Les fluorophores étudiés pour le marquage de protéine standard incluent le naphtalène-2,3-dicarboxaldéhyde (NDA), la fluorescéine-5-isothiocyanate (FITC) et l’ester de 6-carboxyfluorescéine N-succinimidyl (FAMSE). Le FAMSE est un excellent réactif puisqu’il se conjugue rapidement avec les amines primaires des peptides. Aussi, le substrat marqué est stable dans le temps. Les protéines étudiées étaient l’-lactalbumine (LACT), l’anhydrase carbonique (CA) et l’insuline chaîne B (INB). Les protéines sont digérées à l’aide de la trypsine (T), la chymotrypsine (CT) ou la pepsine (PEP) dans leurs formes solubles ou insolubles. La forme soluble est plus active que celle immobilisée. Cela nous a permis de vérifier que les protéines marquées sont encore reconnues par chaque enzyme. Nous avons comparé les digestions des protéines par différentes enzymes telles la chymotrypsine libre (i.e., soluble), la chymotrypsine immobilisée (i.e., insoluble) par réticulation avec le glutaraldéhyde (GACT) et la chymotrypsine immobilisée sur billes d’agarose en gel (GELCT). Cette dernière était disponible sur le marché. Selon la chymotrypsine utilisée, nos études ont démontré que les cartes peptidiques avaient des différences significatives selon le nombre de pics et leurs intensités correspondantes. De plus, ces études nous ont permis de constater que les digestions effectuées avec l’enzyme immobilisée avaient une bonne reproductibilité. Plusieurs paramètres quantitatifs ont été étudiés afin d’évaluer l’efficacité des méthodes développées. La limite de détection par CE-LIF obtenue était de 3,010-10 M (S/N = 2,7) pour la CA-FAM digérée par GACT et de 2,010-10 M (S/N = 4,3) pour la CA-FAM digérée par la chymotrypsine libre. Nos études ont aussi démontrées que la courbe d’étalonnage était linéaire dans la région de travail (1,0×10-9-1,0×10-6 M) avec un coefficient de corrélation (R2) de 0,9991.

Activité antimicrobienne de peptides provenant d’hydrolysats de protéines de babeurre, de lactoferrine et de pois

Les antibiotiques sont fréquemment utilisés dans l’alimentation de la volaille afin de prévenir certaines maladies, dont l’entérite nécrotique, ce qui occasionne l’émergence de souches bactériennes résistantes aux antibiotiques. Une alternative prometteuse est l’utilisation de peptides antimicrobiens (AMPs) comme suppléments alimentaires, tels les AMPs provenant des produits laitiers. L’objectif du projet était de développer une méthode de production d’extraits peptidiques à partir de coproduits de la transformation alimentaire (babeurre, lactoferrine, isolat de protéines de pois), afin de tester si ces extraits peptidiques possédaient une activité antimicrobienne sur les pathogènes spécifiques aviaires suivants : Salmonella Enteritidis, Salmonella Typhimurium, Escherichia coli et Staphylococcus aureus. Les protéines ont été mises en suspension dans l’eau (5% p/p) et hydrolysées par la pepsine, 6 heures, pH de 2.5. Les peptides furent récupérés par ultrafiltration (< 10 kDa), puis fractionnés selon leur charge nette : totaux, cationiques, anioniques et non liés. L’effet antimicrobien a été évalué surmicroplaques, par la survie bactérienne en présence de concentrations croissantes d’extraits peptidiques. Les extraits cationiques de babeurre ont démontré une efficacité à une concentration inférieure ou égale à 5 mg/mL; perte de 3 log pour Escherichia coli O78 :H80. En comparaison, la lactoferrine cationique a été efficace à une concentration inférieure ou égale à 0.6 mg/mL; perte de 6 log pour E. coli O78 :H80. Les extraits peptidiques du pois ont démontré une efficacité faible. Cette méthode s’avère prometteuse pour le développement d’une alternative ou d’un complément pour la réduction de l’utilisation des antibiotiques dans l’alimentation de la volaille.