Fluorescence of the bladder washout fluid following cystoscopy: a preliminary study

During fluorescence cystoscopy, it is observed that the acquired images are sometimes blurred by a greenish background originating from the bladder washout fluid. Several fluorophores are involved in this overall liquid fluorescence, and their exact origin and relative contributions remain unknown. In this study, the bladder washout fluid is sampled at different times during fluorescence cystoscopy examinations. In total, 32 samples from 12 patients are analyzed with a spectrofluorimeter (excitation range: 350-445 nm, emission range 380-700 nm). This study shows clearly that the position of the fluorescence peaks (excitation/emission wavelengths: 450/525 nm, 405/625 nm) and shoulder (440/525 nm) is reproducible between different patients. It also suggests that an excitation at wavelengths higher than 400 nm helps to suppress this solution background fluorescence. Additionally, the pH of the solution seems to influence the position of the fluorescence peaks, and this suggests that changing the pH of the examination liquid could help in avoiding the greenish background.

Study of conformational changes of ASIC1a by voltage-clamp fluorometry

Le fonctionnement du système nerveux est sensible aux variations de la concentration d'acide. Une acidification des tissus peut se produire pendant une activité neuronale intense ou dans des situations physiopathologiques telles que l'inflammation ou les lésions cérébrales. Les canaux ioniques sensibles à l'acide (ASIC) sont activés par acidification et jouent un rôle important dans la détection des changements d'acide. Les ASICs contribuent à la dégénérescence neuronale après une lésion cérébrale, puisque leur inhibition limite la lésion neuronale. L'acidification induite par une inflammation du tissu nerveux conduit à des stimuli de douleur, qui sont détectés par ces canaux. En effet, les toxines qui bloquent spécifiquement les ASICs montrent des effets analgésiques dans des modèles animaux. La structure 3D d'ASIC peut être comparée à une main qui tient une boule entre son pouce et le doigt. Les différents domaines d'ASIC sont appelés doigt, pouce, jointure, boule-ß et paume. Les domaines transmembranaires représentent le poignet de cette main. Mon projet de thèse vise à décrire les mouvements survenant sur ce canal pendant son activité. A cet effet, j'ai utilisé une technique combinée qui permet la mesure des mouvements en temps réel durant l'activité du canal. J'ai montré les réarrangements des domaines extracellulaires pendant l'activité ASIC. Ces mouvements sont transmis au pore du canal, ou ils contrôlent sa fermeture et ouverture. La direction de ces mouvements a été évaluée pour les domaines doigt et jointure, et nous avons montré qu'ils s'éloignent de la boule-ß lors de l'acidification. J'ai également été en mesure de décrire les mouvements qui se produisent dans la poche acidique, une zone qui est considérée comme importante, car elle représente le site de liaison de certaines toxines de venin qui agissent sur les ASICs. J'ai ainsi pu montrer que les domaines doigt et le pouce qui forment la poche acidique se rapprochent l'un de l'autre pendant l'activation du canal. Ces résultats sont en accord avec des observations précédentes réalisées sur les ASICs par d'autres chercheurs. Enfin, cette analyse approfondie permet d'améliorer les connaissances sur le contrôle de l'activité ASIC; de plus, les mécanismes trouvés ici sont probablement partagés entre les canaux de la famille à laquelle appartiennent les ASICs. -- Les acid-sensing ion channels (ASICs) sont des canaux sodiques ouverts par les protons et principalement exprimés dans le système nerveux. Ils sont impliqués dans la détection des protons dans de nombreux états physiologiques et pathologiques comme l'ischémie et la perception de la douleur. La structure cristalline de l'isoforme ASIC1 de poulet a été déterminée dans l'état désensibilisé et ouvert. Les études fonctionnelles indiquent que la protonation des résidus clés dans la boucle extracellulaire déclenche des changements de conformation conduisant à l'ouverture du canal. Cependant, les mécanismes moléculaires qui relient la protonation à l'ouverture et la fermeture du canal n'ont pas encore été clarifiés. Dans cette étude, nous avons utilisé la voltage-clamp fluorimétrie (VCF) pour révéler les mouvements de l'activité associée qui se produisent dans les différents domaines de l'ASICla. Les fluorophores positionnés dans le pouce, la paume, le doigt, l'articulation et dans les domaines de l'entrée du pore extracellulaire ont montré des signaux de VCF liés à des changements de conformation au cours de l'activité du canal. La synchronisation des changements de fluorescence indique une séquence complexe de mouvements en fonction du pH. La cinétique de la fluorescence et des signaux de courant ont été comparés les uns aux autres afin de déterminer si le mouvement détecté par le signal de fluorescence correspond à une transition fonctionnelle définie du canal. Certains des résidus testés se sont révélés être étroitement liés à la désensibilisation du canal ou au rétablissement après la désensibilisation. En outre, nous avons trouvé qu'un tryptophane endogène de la boule-ß diminue le signal de fluorescence des sondes positionnées dans les domaines doigt et jointure. L'augmentation observée de ces signaux indique que ces domaines s'éloignent à une distance à partir de la boucle de la boule-ß. Sur la base de ce principe, nous avons généré des paires Trp-Cys « quencher», dans lequel le Cys est utilisé comme site d'ancrage pour attacher le fluorophore. Ensuite, nous avons évalué les changements de conformation qui se produisent au niveau de la poche acide, une zone importante pour la fonction et la régulation d'ASIC. Les signaux de fluorescence indiquent un mouvement de l'hélice supérieure du pouce vers le doigt et une rotation de la boule-ß dans le sens horaire. L'analyse de la cinétique indique que les mouvements des sous-domaines qui composent la poche acide se produisent pendant la désensibilisation du canal. Mon projet de doctorat représente la première analyse approfondie des changements conformationnels dépendants de l'activité des ASICs et fournit des informations sur les mécanismes de contrôle de l'activité du canal qui sont probablement partagés avec d'autres canaux proches.

Protonation controls ASIC1a activity via coordinated movements in multiple domains.

Acid-sensing ion channels (ASICs) are neuronal Na(+)-conducting channels activated by extracellular acidification. ASICs are involved in pain sensation, expression of fear, and neurodegeneration after ischemic stroke. Functional ASICs are composed of three identical or homologous subunits, whose extracellular part has a handlike structure. Currently, it is unclear how protonation of residues in extracellular domains controls ASIC activity. Knowledge of these mechanisms would allow a rational development of drugs acting on ASICs. Protonation may induce conformational changes that control the position of the channel gate. We used voltage-clamp fluorometry with fluorophores attached to residues in different domains of ASIC1a to detect conformational changes. Comparison of the timing of fluorescence and current signals identified residues involved in movements that preceded desensitization and may therefore be associated with channel opening or early steps leading to desensitization. Other residues participated in movements intimately linked to desensitization and recovery from desensitization. Fluorescence signals of all mutants were detected at more alkaline pH than ionic currents. Their midpoint of pH dependence was close to that of steady-state desensitization, whereas the steepness of the pH fluorescence relationship was closer to that of current activation. A sequence of movements was observed upon acidification, and its backward movements during recovery from desensitization occurred in the reverse order, indicating that the individual steps are interdependent. Furthermore, the fluorescence signal of some labeled residues in the finger domain was strongly quenched by a Trp residue in the neighboring β-ball domain. Upon channel activation, their fluorescence intensity increased, indicating that the finger moved away from the β ball. This extensive analysis of activity-dependent conformational changes in ASICs sheds new light on the mechanisms by which protonation controls ASIC activity.

Serial protein labeling with infrared maleimide dyes to identify cysteine modifications

Cysteine thiol modifications are increasingly recognized to occur under both physiological and pathophysiological conditions, making their accurate detection, identification and quantification of growing importance. However, saturation labeling of thiols with fluorescent dyes results in poor protein recuperation and therefore requires the use of large quantities of starting material. This is especially important in sequential dye-labeling steps when applied for an identification of cysteine modifications. First, we studied the effects of different detergents during labeling procedure, i.e. Tween 20, Triton X-100 and CHAPS, on protein yield and composition. Tween 20 and Triton X-100 resulted in yields of around 50% labeled proteins compared to only 10% with PBS alone and a most diversified 2-DE protein pattern. Secondly, Tween 20 was used for serial protein labeling with maleimid fluorophores, first to conjugate to accessible thiols and after a reduction to label with another fluorophore previously masked di-sulphide and/or oxidized proteins in frontal cortex autopsy tissue of a subject with mild Alzheimer's disease. Two-DE DIGE revealed a complex protein pattern of readily labeled thiols and di-sulphide and/or oxidized proteins. Seventeen proteins were identified by MALDI-TOF and by peptide fingerprints. Several proteins were oxidized and involved in Alzheimer's disease. However methionine oxidation was prevalent. Infrared DIGE may provide an additional tool for an identification of oxidation susceptible proteins.

Optimizing immuno-labeling for correlative fluorescence and electron microscopy on a single specimen.

Correlative fluorescence and electron microscopy has become an indispensible tool for research in cell biology. The integrated Laser and Electron Microscope (iLEM) combines a Fluorescence Microscope (FM) and a Transmission Electron Microscope (TEM) within one set-up. This unique imaging tool allows for rapid identification of a region of interest with the FM, and subsequent high resolution TEM imaging of this area. Sample preparation is one of the major challenges in correlative microscopy of a single specimen; it needs to be apt for both FM and TEM imaging. For iLEM, the performance of the fluorescent probe should not be impaired by the vacuum of the TEM. In this technical note, we have compared the fluorescence intensity of six fluorescent probes in a dry, oxygen free environment relative to their performance in water. We demonstrate that the intensity of some fluorophores is strongly influenced by its surroundings, which should be taken into account in the design of the experiment. Furthermore, a freeze-substitution and Lowicryl resin embedding protocol is described that yields excellent membrane contrast in the TEM but prevents quenching of the fluorescent immuno-labeling. The embedding protocol results in a single specimen preparation procedure that performs well in both FM and TEM. Such procedures are not only essential for the iLEM, but also of great value to other correlative microscopy approaches.