Detecção de Chlamydia trachomatis em amostras cervicais por reação em cadeia da polimerase

Chlamydia trachomatis é o agente causal de uma das infecções sexualmente transmissíveis (IST) mais prevalentes da atualidade. Os maiores problemas no controle desta IST estão no caráter assintomático da infecção e no seu difícil diagnóstico laboratorial. Com o advento dos testes moleculares, grandes avanços ocorreram na área do diagnóstico laboratorial da infecção clamidial. O presente trabalho teve por objetivo desenvolver um método de detecção de C. trachomatis por PCR a partir de amostras cérvico-vaginais. A seqüência alvo escolhida para amplificação consiste de um segmento da ORF 4 do plasmídio críptico de ocorrência natural nesta bactéria. Noventa e duas amostras cérvico-vaginais foram submetidas ao protocolo de PCR in house proposto. Os produtos de PCR foram detectados por visualização direta após eletroforese em gel de agarose com brometo de etídio e por exposição radiográfica após hibridização com sonda homóloga. As amostras foram testadas paralelamente pelo método de captura híbrida para detecção de C. trachomatis. O kit COBAS Amplicor (Roche) foi utilizado para resolver resultados discrepantes. A seqüência do fragmento de 201pb foi confirmada por clivagem enzimática e por seqüenciamento. O teste de especificidade dos primers confirmou especificidade dos mesmos frente ao DNA de diferentes agentes patogênicos e da flora normal feminina. Do total de amostras analisadas, 50 foram positivas por captura híbrida, 51 foram positivas por PCR in house e 67 positivaram após hibridização.O teste de McNemar indicou haver concordância entre os métodos analisados dois a dois (P<0,001). Verificou-se concordância moderada nos comparativos entre captura híbrida e PCR (valor de Kappa: 0,45; DP 0,093), captura híbrida e hibridização (valor de kappa: 0,389; DP 0,091) e, PCR e hibridização (valor de Kappa: 0,634: DP 0,077). O método de PCR in house proposto para a detecção de C. trachomatis é uma técnica rápida e de baixo custo para o diagnóstico, controle e monitoramento dos casos da infecção. Estudos complementares, no entanto, são necessários para implementação deste teste em laboratórios da rede pública.

Identificação e caracterização de actinomicetos isolados de processo de compostagem

Atualmente, o isolamento e a caracterização de actinomicetos tem recebido atenção especial, pois, juntamente com os fungos, eles são os principais responsáveis pela degradação de substâncias de difícil decomposição durante o processo de compostagem. Portanto este trabalho tem por objetivo identificar os actinomicetos isolados durante o processo de compostagem através de métodos de microbiologia clássica e pela amplificação do 16S DNAr. Para a realização deste trabalho foram realizadas seis coletas na Central de Triagem e Compostagem de Resíduos Sólidos de Sapiranga (CETRISA) e três numa composteira da UFRGS. Para o isolamento dos actinomicetos foi utilizada a diluição de 10-3 da amostra e a mesma foi semeada nos meios Jaunsen, 72C e Agar Amido Caseína e incubada nas temperaturas de 37oC, 50ºC e a temperatura ambiente por um período de 10 a 14 dias. A identificação foi realizada através de análise taxonômica dos microcultivos dos isolados e de provas bioquímicas. Foram isolados 153 actinomicetos, destes 73 foram isolados da CETRISA e 80 da composteira da UFRGS. Na primeira, houve o predomínio do gênero Nocardia e na segunda, do gênero Streptomyces. Após a identificação dos actinomicetos o trabalho teve prosseguimento com a amplificação da região 16S do DNAr e digestão dos produtos obtidos com endonucleases de restrição. Foram testadas oito endonucleases de restrição, porém somente a Msp1 e a HinfI produziram resultados favoráveis que puderam separar os isolados em nível de gênero.