3 resultados para ARTEMIA SALINA

em REPOSITORIO DIGITAL IMARPE - INSTITUTO DEL MAR DEL PERÚ, Peru


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Para el estudio de la microalga Dunaliella salina Teodoresco, se colectaron muestras de 2 lagunas hipersalinas; las Salinas de Chimus y las Salinas de Chilca. La metodología usada fue la técnica de micropipeta, tratamiento con antibiótico y la técnica de sedimentación algal, obteniendo cultivos unialgales y axénicos. El medio usado fue medio Johnson modificado en agua de mar, utilizado concentraciones de NaCl (1 – 5M), éste permitió evaluar el crecimiento, densidad y velocidad algal a través de conteo en cámara de Newbahuer y lecturas de absorvancia en espectrofotómetro. La relación entre los métodos de conteo, se realizó con el análisis de regresión potencial. Las mejores densidades algales se observaron en cultivo de concentraciones 1M, 1,5M y 3,5M de NaCl, para las cepas de las salinas de Chimus y Chilca. La mayor densidad algal ( 4,603 x 106 cels. ml-1 equivalente al 56.4 % para la cepa de Chimus) se observó en el cultivo de 1,5M de NaCl. La velocidad de crecimiento durante la fase exponencial para ambas cepas, estuvieron entre 0,56-0,83 div. día-1, con un Td de 29-43 horas, en cámara de Newbahuer como en espectrofotómetro y a las mismas concentraciones de cultivo.

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Siendo el "lenguado" Paralichthys adspersus una de las especies endémicas del litoral peruano, además de ser una especie con un alto valor comercial por su contenido de carne comparado con otras especies marinas y siendo una de las especies que han sido promovidas como potencial acuícola según el Plan Nacional de Acuicultura 2013-2021. Los peces marinos son incapaces de sintetizar directamente los ácidos grasos de cadena larga altamente insaturados, transformar el ácido linolénico (18:3n-3) a ácidos grasos altamente ínsaturados (HUFA), como es el docosahexaenoíco DHA. y eicosapentanoico EPA requeridos para su desarrollo digestivo y pigmentación, por tanto, tienen la necesidad de incorporar en la dieta estos últimos para un normal crecimiento. Es así que surge la necesidad de incorporar estos ácidos grasos en el alimento vivo mediante el uso de enriquecedores con objeto de mejorar la alimentación y aumentar la producción de larvas, puesto que es el paso previo para la pues.ta de un cultivo a una escala comercial. El presente trabajo de investigación se realizó en el laboratorio de Cultivo de Peces del Instituto del Mar del Perú, consistió en evaluar el enriquecimiento de Artemia sp. con microencapsulado de subproductos de anchoveta para la alimentación de larvas de lenguado Paralichthys adspersus y conocer si es posible que ellas puedan asimilar las artemias enriquecidas. Las larvas fueron mantenidas en un sistema de recirculación, se tomaron los parámetros físicos y químicos. Para la elaboración del microencapsulado en base de ensilado de pescado y de concentrado soluble de pescado se utilizó la técnica de coacervación simple el tiempo de enriquecimiento fue de 2,5 y 7 horas la dosis fue de 1g de enriquecedor /200000 nauplios de artemia.s por ml El experimento duro 24 días, luego de este se realizaron pruebas bioquímicas, sobrevívencía, incremento de talla y peso a las larvas dando como resultado el enriquecedor en base del ensilado mostro la mayor cantidad de EPA con 19,4% de todos los tratamientos y el porcentaje de DHA de 13.4% con una relación DHA/EPA de 0.7. El enriquecedor en base del concentrado soluble de pescado fue el que obtuvo 17.2% de EPA y la menor cantidad de DHA con 7.3% de los tres tratamientos con una relación casi nula de DHA/EPA de 0.4 que fue la menor de todos como era de esperarse por su bajo contenido de lípidos en la preparación del mícroencapsulado . En enriquecedor en base del Selco obtuvo la menor cantidad de EPA con 8.1% de los tres tratamiento$ y una cantidad de DHA de 22.2% que fue la mayor en los tres tratamientos aunque la relación de DHA/EPA fue de 2.8 que también fue la mayor de todos. En cuanto a los resultados, se alcanzó la talla promedio de 8,2 mm el peso promedio en 0.05 g y la mejor sobrevivencía de 99 % con el concentrado soluble de pescado. Adicionalmente se analizó los costos de elaboración de los enriquecedores llegado el ensilado a 35 nuevos soles, el selco a 240 soles y el concentrado soluble de pescado a 32 soles.

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La chita Anisotremus scapularis es un pez marino que habita las costas de Perú, es muy valorado para el consumo humano directo, y, es considerada una especie con potencial acuícola. El cultivo larval en muchas especies de peces marinos se considera como uno de los cuellos de botella para el desarrollo de la tecnología de cultivo a escala comercial, este es el caso de la chita. Como primer alimento y durante los primeros días de vida de las larvas se les suministra presas vivas, y posteriormente, cuando poseen un sistema digestivo más desarrollado, se les suministra alimento balanceado. Sin embargo, los alimentos vivos más empleados no satisfacen los requerimientos nutricionales de las larvas convirtiéndose en un punto crítico. Es por ello, que en los últimos años diversas investigaciones han concentrado sus esfuerzos en la sustitución del alimento vivo por alimento balanceado; no obstante, esto exige un buen conocimiento de la organización y funcionalidad del sistema digestivo. En este sentido, en el presente trabajo se investigan algunos aspectos de la fisiología nutricional de las larvas de chita durante los primeros 30 días de vida. Las larvas fueron cultivadas a partir de huevos obtenidos de desoves naturales de un lote de reproductores mantenidos en cautiverio en el Laboratorio de Cultivo de Peces del Instituto del Mar del Perú (IMARPE). El estudio del crecimiento en longitud, los análisis histológicos y la caracterización enzimática se realizaron a partir de muestras de larvas colectadas a los 0, 1, 2, 3, 4, 6, 8, 10, 14, 18, 22, 26 y 30 días después de la eclosión (DDE). Para los análisis histológicos, las larvas fueron sometidas a un proceso de deshidratación e inclusión en parafina, y teñidos utilizando la técnica de hematoxilina-eosina. La cuantificación de las enzimas digestivas de la chita, proteasas totales (ácidas y alcalinas), tripsina, leucina aminopeptidasa, lipasas dependientes de sales biliares y alfa-amilasa se llevó a cabo con técnicas espectrofotométricas. Al momento de la eclosión, las larvas poseen un tubo digestivo recto e histológicamente indiferenciado ubicado dorsalmente con respecto al saco vitelino, que se caracteriza por poseer una gota de aceite. Entre los 2 y 4 DDE, se observaron los mayores cambios en el desarrollo del sistema digestivo, entre los más importantes están la diferenciación de la bucofaringe, esófago e intestino, plegamiento de la mucosa intestinal, la formación de las microvellosidades en los enterocitos y el desarrollo de sus glándulas anexas, hígado y páncreas, los cuales permitieron la ingestión, digestión y absorción de los primeros alimentos exógenos ingeridos por las larvas. El mayor cambio que se observó en días posteriores fue la observación de un estómago en desarrollo, con la diferenciación de las glándulas gástricas (26 DDE). Las enzimas digestivas analizadas, fueron detectadas desde el momento de la eclosión de las larvas, antes de la apertura de la boca, y se incrementaron con la edad de los organismos. En general, se observó incrementos en la actividad total de las enzimas digestivas a partir de los 8 y 10 DDE o a los 4 mm de longitud total (LT), particularmente con aumentos más marcados en la actividad de las lipasas y de la leucina aminopeptidasa. Para la actividad de proteasas alcalinas totales, tripsina y alfa-amilasa, los aumentos fueron evidentes a partir de los 22 DDE o entre 6 y 7 mm de LT. La actividad de las proteasas ácidas se evidenció e incrementó a partir del 26 DDE o a los 9 mm de LT. En cuanto los patrones de actividad específica, en general, se observaron incrementos súbitos de la actividad que se relacionan con los periodos de transición de la alimentación endógena a exógena (3-6 DDE), y con el cambio de alimentación de rotíferos a metanauplios de Artemia (26 DDE). También, exceptuando la actividad de la leucina aminopeptidasa, se observaron estos incrementos súbitos antes de la primera alimentación. Con base al análisis histológico y bioquímico de las larvas de chita, se recomienda iniciar el destete a los 26 DDE.